ЗООИНФОРМ-СИТИ
zooinform.ru
ЗООИНФОРМ-СИТИ
Ветеринария
Статьи по разделам
Вход для зарегистрированных пользователей
ЗАРЕГИСТРИРОВАТЬСЯ
Войти через
НАВЕРХ
Наши партнеры

Статьи по разделам
23.06.2013.

Молозиво как основа иммунитета новорождённых жеребят: причины и следствия, практическое применение

 

Jean-Francois Bruyas, Лаборатория патологической репродукции, кафедра специфической патологии и медицинских наук, Высшая ветеринарная школа, г. Нант, Франция.

 

Влияние иммунной защиты на процент заболеваемости и уровень смертности у новорождённых жеребят — факт давно известный. Так, различные исследования [4, 6, 11, 15, 16, 22] показывают, что частота патологий у новорождённых жеребят тесно связана с плазматическим уровнем иммуноглобулинов в первые дни жизни. Однако у лошадей проникновение макромолекул невозможно через плаценту из-за наличия непроницаемого барьера. Вследствие этого наличием гуморальной иммунной защиты жеребята обязаны материнскому молозиву, обеспечивающему поступление антител в новорождённый организм.

Как будет показано ниже, механизмы пассивной передачи иммунитета новорождённому у лошадей не отличаются от других видов копытных животных.

При том что этот вид пассивной передачи иммунитета жизненно важен, вызывает удивление недостаточность сведений и знаний, которая становится очевидной при анализе литературы на эту тему. (В библиографии в конце статьи указаны лишь самые последние публикации, которые ссылаются на более ранние статьи. В этих немногочисленных трудах учёные развили большинство идей, считающихся сейчас признанным фактом.) Во второй части статьи будет показано, что механизмы выработки молозива и факторы, позволяющие максимально оптимизировать иммунологические качества этой секреции, недостаточно хорошо известны.

Наконец, речь пойдёт о практических мерах, направленных на улучшение данного типа пассивного иммунитета, а также о сложностях, возникающих в процессе использования этих методов.

 

Иммунитет новорождённого жеребёнка

Состояние иммунной системы при рождении
Состояние иммунной системы жеребёнка при рождении рассматривается в недавней журнальной статье [19]. В период жеребости различные органы иммунной системы развиваются довольно быстро и полностью сформированы задолго до конца жеребости (к 35-й неделе). Таким образом, в организме жеребёнка иммунная функция развивается in utero, то есть уже во время его пребывания в матке матери; а значит, у жеребёнка признаки удовлетворительной гуморальной реакции могут быть обнаружены ещё до его рождения. Тем не менее в большинстве случаев иммунная система не стимулируется вплоть до выжеребки. Согласно различным отчётам, у некоторых жеребят уже при рождении наблюдается наличие низкого уровня сывороточных иммуноглобулинов (ИГ, Ig) типа М (порядка 150 мг/мл), т. е. немногочисленные жеребята, которые рождаются без агаммаглобулинемии, были подвержены влиянию антигена уже в утробе.

 

Пассивная передача иммунитета с молозивом
Состояние иммунной системы у жеребёнка будет зависеть от количества ИГ, содержащихся в молозиве, которые он получит в первые часы своей жизни. Абсорбция становится возможной благодаря следующим особенностям:

   • Только у новорождённых жеребят эпителиальные клетки тонкой кишки способны абсорбировать макромолекулы путём пиноцитоза. Так, ИГ проходят через пищеварительный тракт, проникают в лимфоциты, чтобы затем попасть в большой круг кровообращения. Клетки эпителия быстро заменяются новыми, что влечёт за собой заметную с самого рождения абсорбцию ИГ через стенки кишечника. Способность к абсорбции уменьшается на 22% уже через 3 часа после рождения, а затем стабилизируется. Однако спустя 12–18 часов после выжеребки способность становится незначительной (менее 1% через 20 часов), а через 24 часа исчезает совсем [4, 11, 15, 16, 22].

   • В первые часы жизни у жеребёнка происходит слабая кишечная секреция гастрина, что ограничивает кишечное окисление и выделение пепсиногена. В этот период происходит также подавление секреции панкреатической протеазы. Это двустороннее явление, по-видимому, относится к механизму, ограничивающему разложение белков в кишечной среде. Этот специфический процесс, длящийся всего несколько часов, способствует абсорбции кишечником ещё не распавшихся ИГ [18].

   • Молозиво, по-видимому, отличается большим содержанием антитрипсинового элемента, что также способствует защите ИГ от разложения в пищеварительном тракте [10].

Таким образом, к концу первого дня жизни (время, когда плазматический уровень содержания ИГ наиболее высок после рождения) жеребёнок приобретает пассивный иммунитет, который позволит ему бороться с инфекциями в течение времени, необходимого его собственной «примитивной» иммунной системе, чтобы начать отвечать на различные антигенные стимулы. В кровообращении жеребёнка период полураспада ИГ, содержащихся в молозиве, составляет приблизительно 19–27 дней. Катаболизм молозивных ИГ приводит к их полному исчезновению из организма жеребенка к 5-му месяцу жизни. Параллельно организм жеребёнка сам начинает активно вырабатывать иммуногормоны, чтобы обеспечить свою защиту. К 6-й неделе жизни плазматическое накопление иммуноглобулинов молозивного происхождения и тех, которые вырабатывает его собственная иммунная система, достигает минимального уровня. В этот период жеребёнок больше всего подвержен возможным инфекционным заболеваниям.

 

Молозиво

Молозиво является единственным источником иммунной защиты жеребёнка. Вследствие этого необходимо осознавать условия, необходимые для его выработки, а также факторы, способные повлиять на его иммунологические качества.

 

Выработка [4, 5, 6, 7, 10, 11, 15, 16, 21, 26]
Механизм выработки молозива изучен недостаточно. В период выжеребки молозиво в среднем содержит в 2,5 раза больше иммуноглобулинов, чем плазма крови кормящей кобылы. В течение 2–4 недель до родов происходит выборочный трансфер ИГ из системы кровообращения к молочной железе. Это явление происходит под влиянием гормонального уровня, характеризующего конечную стадию вынашивания плода. В частности, критическую роль играют уровень прогестиногена и эстрогена. Тем не менее в настоящий момент нет достаточных сведений, способных объяснить, каким образом осуществляется концентрация плазматических ИГ в молочной железе. Так, соотношение между плазматическими уровнями ИГ у кобыл и уровнями ИГ в их молозиве либо очень слабое, либо его нет вообще. Этот факт свидетельствует о том, что существует активный механизм концентрации ИГ в молочной железе.

Согласно исследованиям, содержание материнских гамма-глобулинов в среднем варьирует от 15 до 25 г/л, хотя существуют и крайние показатели: от 4 до 30 г/л или от 11 до 47 г/л. В тех же самых исследованиях средняя концентрация ИГ в молозиве колеблется от 60 до 85 г/л, но разница этих показателей у разных кобыл также велика и подразумевает от 4 до более чем 250 г/л.

Что касается качественного содержания молозива, оно в значительной степени зависит от разницы между особями. Факторы, которые могли бы объяснить колебания иммунологического качества молозива, чётко не установлены, хотя различные действия этих факторов отмечены в разных исследованиях. Большинство из них указывает на следующие факты:

   • Качество различается у кобыл разных пород. У племенных упряжных кобыл в среднем молозиво содержит бóльшую концентрацию ИГ, чем у племенных верховых кобыл. Что касается различных пород верховых кобыл, несмотря на то, что отличия между породами описаны в различных трудах, разные исследования выдвигают прямо противоположные заключения, что, без сомнения, связано с качеством выборки кобыл в каждом из этих исследований.

   • Уменьшение процентного содержания ИГ в молозиве чаще всего зависит от возраста кобыл, тогда как содержание гамма-глобулинов, напротив, увеличивается с возрастом.

   • Между многородящими кобылами и теми, которые жеребятся первый раз, особой разницы не отмечается: уровень ИГ в молозиве более высокий во время 2-й выжеребки и уменьшается после 6-х по счёту родов.

   • Иногда, но не систематически время года оказывается значительным фактором. Некоторые исследователи связывают увеличение концентрации молозивных ИГ с продолжительностью и интенсивностью солнечного освещения.

   • Не все учёные согласны и с идеей влияния длительности вынашивания на иммунологические качества молозива.

   • Анализы, сделанные в некоторых исследованиях или на местах, показывают, что состояние кобылы, условия содержания и вакцинация не оказывают особого влияния на процентное содержание ИГ в молозиве.

   • Во время так называемой «потери молока» перед выжеребкой (прелактация) качество молозива более низкого уровня. Качество молозива ухудшается ещё больше, если лактация возникает намного раньше срока (от 24 до 48 часов и выше).

   • Стимуляция выжеребки не оказывает значительного влияния на иммунологическое качество молозива.

Наконец, помимо выраженной разницы между особями, количественное содержание ИГ в молозиве варьирует также от одной выжеребки до другой у одной и той же кобылы.

Молозиво содержит большое количество белков, из которых 40% являются иммуноглобулинами — главным образом, ИГ типа G и в меньшей пропорции ИГ типа А и М. Тогда как общее количество ИГ типа G и М попадают в молочную железу из системы кровообращения, какая-то часть ИГ типа А вырабатывается самой молочной железой. Выработка продолжается в процессе лактации. После родов количество ИГ, содержащееся в молозиве, уменьшается. Таким образом, их концентрация через 4–8 часов после родов представляет собой только 15% от их начального количества. Такое быстрое уменьшение содержания ИГ вызвано прежде всего эвакуацией самого молозива (спонтанная или с материнским молоком во время сосания), а также связано с рассасыванием на уровне молочной железы и с эффектом разбавления, вызванного увеличением количества вырабатываемого молочной железой молока.

Помимо ИГ, молозиво содержит другие элементы, которые, несомненно, влияют на иммунную защиту жеребят: лейкоциты, цитокины (TNFα, IL1, IL6 и пр.), опсонизирующие или химиотактические элементы лейкоцитов, различные факторы роста (EGF, IGF и пр.), гормоны и ферменты, которые могли бы иметь влияние на становление и развитие иммунной системы. Тем не менее немногочисленны те элементы, которые могли бы позволить в настоящий момент оценить значение и роль веществ, содержащихся в молозиве.

 

Факторы, влияющие на количество молозива [2, 4, 7, 8, 11, 12, 14, 17, 20, 23, 24]
У однодневных жеребят уровень содержания ИГ напрямую зависит от иммунологического «качества» преждевременно поглощённого молозива. Последнее исследование [7] утверждает, что 40% разницы в содержании гамма-глобулинов у жеребят в возрасте 24 часов зависит от концентрации ИГ в молозиве. Обычно считается, что молозиво «хорошего качества», когда оно содержит более 60 г/л ИГ, и «плохого качества», если процентное содержание ИГ меньше 40 г/л.

Существует лишь небольшое количество конкретных мер, направленных на подготовку кобылы, которые бы доказали способность влиять на улучшение качества молозива. Обычно советуют изолировать кобылу, т. е. перевести в отдельное помещение на конюшне, где предполагается выжеребка, по крайней мере за 4 недели до срока. Иммунная система кобылы будет подвержена влиянию окружающих инфекций, с которыми столкнётся и жеребёнок в первые дни жизни. Т. о., кобыла должна будет выработать определённый иммунитет по отношению к этой среде, который она передаст через молозиво своему потомку. Эта мера позволяет также ограничить стресс (связанный с транспортировкой, переменой места) и, соответственно, повлиять на возможное уменьшение иммунной функции у кобыл в период выработки молозива в конечной фазе вынашивания.

Помимо этого, для того чтобы увеличить циркулирующий уровень, а может быть, и уровень трансфера АС-глобулина к молочной железе, необходимо также завершить все повторные вакцинации за 3–4 недели до выжеребки. Считается очевидным (особенно это касается вакцинации против столбняка), что вакцинация кобыл в конечной фазе вынашивания более эффективна, чем введение сыворотки новорождённому жеребёнку.

В нашем распоряжении имеются последние, однако довольно разрозненные данные, затрагивающие эту проблему. Что касается профилактики гриппа — очевидно, что жеребята, матери которых были привиты, являются пассивными носителями антигриппозного АС-глобулина в течение 3–6 месяцев. По-видимому, первичная вакцинация жеребят во время фазы пассивного иммунитета крайне нежелательна. Это может повлечь за собой неточную реакцию на прививку, а также вызвать толерантность по отношению к прививочному антигену (жирные кислоты), лежащую в основе неточной иммунной реакции во время последующих повторных инъекций. Годовалые лошади, привитые в очень раннем возрасте и с нарушением протокола вакцинации (срок между первичным и повторным введением), утверждённого требованиями производителя, могут также оказаться незащищёнными от гриппа. Вследствие этого необходимо осуществлять повторную вакцинацию у племенных кобыл за 4–6 недель до выжеребки, а затем подождать по меньшей мере до 6-месячного возраста, прежде чем осуществлять первичную вакцинацию жеребёнка [8].

Некоторые исследователи пытались передать пассивный иммунитет жеребятам, чтобы предупредить возникновение диареи, вакцинируя кобыл на конечной стадии жеребости. Используемые ими вакцины были предназначены главным образом для рогатого скота либо все находились в стадии экспериментального исследования [20, 24]. Такой тип вакцинации позволял достичь увеличения уровня активируемого AC-глобулина в молозиве и материнском молоке, а также в системе кровообращения жеребят. Тем не менее вопрос о профилактической эффективности этих мер остаётся открытым, т. к. иммунитет всего организма остаётся незадействованным при возникновении кишечной инфекции, вызванной данными вирусами.

Также предпринимались различные попытки вакцинации кобыл при помощи препаратов, действие которых направлено против Rhodococcus equi [2, 17, 23]. Использование, согласно различным протоколам, инактивированных вакцин у матерей, находящихся на конечной стадии жеребости, позволяет достичь возникновения пассивного иммунитета у новорождённых жеребят. Тем не менее такая защита длится недостаточно долго, для того чтобы полностью обезопасить жеребёнка в период, когда он больше всего в ней нуждается. Таким образом, жеребёнок после рождения и к 3-недельному возрасту нуждается в инъекциях плазмы и гипериммунной сыворотки. Другой способ профилактики заключается в преждевременной вакцинации жеребят в двухмесячном возрасте, на случай возникновения инфекционных заболеваний, даже если кобыла была привита.

В последнее время во Франции вызывает живой интерес вирусный артериит, он описывается в некоторых трудах, посвящённых пассивному иммунитету новорождённых жеребят [12]. В табуне, где от 3 до 5 жеребцов-производителей (двое из которых имеют сперму, являющуюся вирусоносителем) серопозитивны, жеребята, родившиеся от серопозитивных матерей, также стали серопозитивными при рождении. У этих жеребят (коэффициент равен 14) продолжительность существования AC-глобулина, переданного с молозивом, составляла всего 16 дней. Продолжительность существования серопозитивности жеребят варьировала от 76 до 200 дней и более. Все стали серонегативными в возрасте 240 дней и остались таковыми по меньшей мере вплоть до 17 месяцев. Авторы склонны видеть в этом факте доказательство того, что передача вируса осуществляется главным образом половым и, в гораздо меньшей степени, воздушным путём.

Учёными предусматривались попытки неспецифической стимуляции иммунитета у кобыл в конечной фазе жеребости в целях улучшения пассивной защиты у жеребят. В последней публикации [14] рассказывается об опыте с тремя группами кобыл одного периода выжеребки (разделение на группы происходило в произвольном порядке). Одна группа была подвержена лечению препаратом на основе левамизола (2,5 мг/кг), тогда как лечение второй группы было основано на использовании 1,3/1,6 декстрана (иммуномодулятор, происходящий из Saccharimyses cerevisiae) (0,19 мг/кг). В каждой группе, проходящей лечение, кобылам за 4–6 недель до начала выжеребки было сделано по 3 подкожные инъекции одного из иммуномодуляторов с интервалом в 1 неделю. Средний уровень содержания молозивных ИГ оказался значительно более высок у этих двух групп по сравнению с контрольной группой (соответственно 176 г/л — группа, в которой лечение проводилось на основе левамизола, 153 г/л — группа, в которой лечение было основано на декстране, 66 г/л — контрольная группа. Однако из-за значительной естественной вариативности молозивного содержания внутри одного табуна кобыл к результатам следует подходить с осторожностью. Также негативно на оценке результатов сказывается сравнительно небольшое количество исследуемых особей и отсутствие учёта крайних показателей или стандартных отклонений, наблюдаемых в каждой группе.

В настоящее время не существует реально эффективных методов, направленных на повышение концентрации гамма-глобулинов в молозиве. Кроме того, высокая индивидуальная вариативность является неблагоприятным фактором, не позволяющим быть уверенным в том, что жеребёнок употребил или употребит молозиво хорошего качества.

 

Практическое применение

Поскольку молозиво может быть разного качества, необходимо иметь возможность оценить его на практике. Так, различные исследования [6, 7, 11] на разных образцах показывают, что количество кобыл, имеющих молозиво хорошего качества (ИГ > 60 г/л), составляет 60%; 20% вырабатывают молозиво среднего качества (40 г/л < ИГ < 60 г/л) и 20% вырабатывают молозиво плохого качества (10% — ИГ < 30 г/л; 10% — 30 г/л < ИГ < 40 г/л).

 

Оценка качества молозива [3, 5, 6, 7, 9, 13, 15, 25]
Среди методов, используемых для оценки концентрации ИГ в молозиве, эталоном является метод, разработанный лабораторией по осуществлению двойной иммунодиффузии агара (IDDG), так называемый метод Манчини. Этот метод, хотя и является достаточно интересным для экспериментального изучения, не может применяться на практике для экспресс-диагностики качества молозива с целью решить, нужно ли принимать дополнительные меры в отношении жеребёнка, для которого материнская секреция не обладает достаточной иммунной защитой. При необходимости дополнительные меры принимаются до 3–6-го часа жизни. По этой причине были разработаны оперативные тесты для практического использования в деннике, непосредственно на месте выжеребки.

Коммерчески доступны различные тест-системы, с помощью которых можно осуществлять количественный анализ. Так, например, во Франции в 1985–1990-м на рынке появилась тест-система, основанная на агглютинации шариков из латекса; за океаном выпустили тест-систему, основанную на принципе агглютинации протеинов в присутствии глютаральдегида. Этот тест выполняется следующим образом: 0,5 мл молозива растворяют в 1,5 мл дистиллированной воды, затем помещают полученную смесь в сосуд с реактивом. Длительность реакции прямо противоположна содержанию ИГ в молозиве. Молозиво считается хорошего качества, если агглютинация происходит меньше чем за 10 минут. Французский комплект в течение долгого времени не выпускался в продажу из-за отсутствия спроса на товар.

Предлагались другие методы, основанные уже не на использовании химических или иммунологических реакций, а на использовании приборов, осуществляющих физические измерения. Так как плотность молозива напрямую зависит от процентного содержания в нём ИГ, возможно прибегнуть к использованию денсиметрии.

Также был разработан прибор, с помощью которого можно оценить качество молозива (колострометр, от фр. colostrum — «молозиво»). Существует множество моделей, но все они включают в себя пробирку, наполненную дистиллированной водой. В пробирку помещается нечто вроде поплавка, снабжённого маленькой камерой, в которую помещается определённое количество (в зависимости от модели от 5 до 15 мл) изучаемого молозива. Над поплавком находится стержень с нанесёнными делениями. Чем больше плотность молозива, тем больше поплавок погружается, а значит, тем выше уровень воды в пробирке; плотность молозива, т. о., отображается на градуированном стержне. Различные исследования выявили точное соответствие между этим видом измерения плотности и процентным содержанием ИГ в молозиве. Качество молозива считается хорошим, если его плотность равна или превышает 1,06. Однако существуют некоторые трудности, связанные с использованием этого прибора на местах:

   • хрупкость приспособления (прибор сделан из стекла);

   • вариативность измерений в зависимости от чистоты и температуры дистиллированной воды;

   • необходимость идеальной чистоты и сухости камеры поплавка, в которую помещается образец молозива, подвергающегося тесту.

Была также доказана прямая связь между показателем рефракции молозива и процентным содержанием ИГ. Два вида рефрактометров могут быть применены: рефрактометры, принцип действия которых основан на спирте и на сахаре. Для того чтобы осуществить измерения, достаточно поместить каплю тестируемого молозива на небольшую прозрачную поверхность и закрыть крышкой. В отношении обоих приборов необходимое соответствие было доказано между прямыми измерениями у ожеребившейся кобылы и измерениями, осуществлёнными стандартным лабораторным методом, признанным эталоном (IDDG). Молозиву, содержащему более 60 г/л ИГ, соответствует мера, превышающая 16° для спиртового рефрактометра или 23% для рефрактометра, основанного на использовании сахара. Уже несколько лет французская лаборатория «Полилабо» (Polylabo) выпускает в продажу рефрактометр («Колотест») с нанесёнными делениями для прямого измерения концентрации молозивных ИГ в граммах на литр. Многократные исследования подтверждают надёжность этого прибора.

Таким образом, благодаря данным тест-системам и приборам можно узнать ценность молозива.

 

Использование на практике [6, 7, 10, 15]
Определение концентрации ИГ в молозиве позволяет выявить молозиво хорошего и плохого качества. Что касается молозива хорошего качества, после первого кормления жеребёнка можно взять у кобылы 250 мл для заморозки (в обычной морозилке при −18°С) в целях создания резерва (или даже банка замороженного молозива). Однако в случае обнаружения молозива плохого качества возможно использование «хорошего молозива», находящегося в резерве, для поддержания иммунной системы жеребёнка. В этих условиях жеребёнку необходимо по меньшей мере 500 мл (30 г/л < ИГ < 40 г/л), даже 1 литр (ИГ < 30 г/л или при полном отсутствии предварительной порции молозива) каждые 1/2 часа — 1 час в зависимости от его аппетита. Для грамотной разморозки резервного молозива необходимо следить за тем, чтобы оно не подвергалось кипению, иначе содержащиеся в нём ИГ будут разрушены. Использование микроволновой печи также противопоказано; оно возможно лишь в том случае, если печь находится в режиме «размораживание».

Однако возникают некоторые практические проблемы:

   • Цена «Колотеста» может обескуражить владельцев, в хозяйстве которых содержатся преимущественно племенные кобылы.

   • Измерения могут иметь силу лишь в том случае, если они произведены строго после выжеребки и до первого кормления. Так как уменьшение процентного содержания ИГ в молозиве происходит очень быстро, измерения, произведённые через 4, 6 или даже 12 часов после выжеребки, не имеют никакого значения. В этих условиях уже невозможно узнать, было ли молозиво, полученное жеребёнком, хорошего или плохого качества. Невозможно предвидеть уровень содержания ИГ в молозиве до выжеребки. Действительно, существуют значительные различия между разными кобылами в отношении изменения уровня содержания ИГ в секрете молочных желёз в дни, предшествующие родам. Для 30% жеребостей процентное содержание гамма-глобулинов в дни, предшествующие выжеребке, сравнимо с уровнем содержания гамма-глобулинов в момент родов. Для 40% жеребостей уровень содержания ИГ в молозиве остаётся довольно слабым вплоть до выжеребки. Наконец, для другой группы кобыл (≈30%) показатель варьирует в значительной мере от одного дня к другому вплоть до родов. Таким образом, в 70% случаев невозможно предвидеть даже накануне родов, какое будет процентное содержание ИГ в молозиве в момент выжеребки. То есть предсказания невозможны, так же как и апостериорная оценка.

   • Для создания молозивного запаса коневладельцу нужно создать условия для нескольких возможных выжеребок за сезон, а значит, ему необходимо иметь в своём хозяйстве по меньшей мере 4 кобылы с молозивом хорошего качества, чтобы сохранить достаточное количество молозива в целях обеспечения возможности поддержки жеребёнка, если это необходимо. Таким образом, задача состоит в том, чтобы убедить коневладельцев, живущих неподалёку друг от друга, в необходимости создания совместного банка молозива, что может быть осуществлено только на добровольных началах. Итак, значительная часть усилий должна быть направлена на убеждение коневладельцев.

   • Наконец, необходимо также убедить коневладельцев в значимости пассивной передачи иммунитета, а также в огромной профилактической пользе, которую приносит наличие этого типа иммунитета в борьбе с инфекциями, которым может быть подвержен новорождённый жеребёнок. В отношении этого (и это первое, что должно быть сделано) необходимо принять меры, направленные на привлечение внимания коневладельцев к проблеме. Это будет способствовать, в свою очередь, принятию систематических мер в отношении отслеживания качества молозива, а также мер по сбору и хранению молозива (к тому же основанных на принципе взаимовыручки).

 

Тестирование молозива на гемолитическую желтуху [15]

Говоря о молозивном иммунитете, необходимо упомянуть возможность проверки молозива кобылы (входящей в группу риска) на содержание в нём АС-глобулина, действие которого может быть направлено на уничтожение эритроцитов её собственного жеребёнка.

До осуществления первого кормления необходимо взять у кобылы небольшое количество молозива. Нужно также взять у жеребёнка кровь в пробирку с антикоагулянтом (EDTA). В  восьми пробирках поместить 1 мл физиологического раствора. Первая пробирка является контрольной. Во вторую добавляют 1 мл молозива, подверженного тестированию (раствор 1:2), затем берут 1 мл при помощи пипетки и помещают в 3-ю пробирку (раствор 1:4) и, таким образом, растворяют в последующих соотношениях: 1:8, 1:16, 1:32, 1:64, 1:128. Каплю (50 мкл) крови жеребёнка необходимо поместить в каждую из 8 пробирок и перемешать. Центрифугировать пробирки в течение 2–3 минут. Затем пробирки переворачиваются, чтобы их содержимое могло свободно вылиться. Присутствие Ac-глобулина, уничтожающего эритроциты, способствует образованию сгустка на дне пробирки, тогда как в противном случае эритроциты удаляются вместе с остальным содержимым. Образование сгустка в пробирке с соотношением 1:16 или больше говорит о том, что реакция является положительной (1/64 или больше у ослиц). Положительная реакция в контрольной пробирке — явное свидетельство того, что жеребёнок уже употребил молозиво или реакция неточна. В таком случае необходимо протестировать молозиво на наличие эритроцитов кобылы. Агглютинация означает, что особая вязкость молозива является причиной ложной положительной реакции.

 

Заключение

Знания об иммунных особенностях молозива кобыл ещё недостаточно полные. Условия и факторы его выработки едва известны. Его содержание, что касается наличия элементов, положительно влияющих на иммунную защиту жеребёнка, изучено лишь частично [1]. Роль различных элементов, составляющих его содержимое, можно только предполагать.

Таким образом, необходимо предпринимать меры, позволяющие улучшить иммунологическое качество молозива. Эта практика послужила бы превосходным методом профилактики инфекций, которым подвержены новорождённые жеребята.

Оценка молозива на содержание в нём ИГ возможна на месте непосредственно в момент выжеребки. Остаётся лишь убедить коневладельцев в необходимости этой меры, а также создания молозивных банков на уровне данной географической зоны.

Наконец, несмотря на то, что качество молозива является одним из важнейших условий для успешной передачи пассивного иммунитета жеребёнку, необходимо принять во внимание и другие факторы. Несмотря на высокий уровень содержания ИГ в молозиве, некоторые жеребята всё же страдают от недостаточной защиты.

 

Материал предоставлен Конским ветеринарным объединением

 


Список литературы

1. Абхинет С.С., Тимоне Ж.Ф., Холмс М.А., Карзенский С.С., Крисман М.В. Изотипы иммуноглобулинов в слизистой секреции носовой полости и их передача новорождённым жеребятам. Американский журнал по ветеринарным исследованиям, 2000, 61 (9): 1099–1105.

2. Аузи Ж.С., Гатеи М., Росдейл П.П., Блум С.Р. Реакция кишечных гормонов на выжеребку у здоровых жеребят пони в возрасте от 0 до 7 дней. Biology of Reproduction monoseries 1, 1995: 87–96.

3. Брайан С.Б. Как бороться с инфекцией Rhodococcus equi у жеребят. Ветеринарная медицина, 1996 (июль): 656–662.

4. Дескеньо Ж.Ж., Леви В.Б., Уорник Л.Д., Остин С.М. Использование нового колостометра в целях измерения содержания иммуноглобулинов в молозиве, направленное на предупреждение патологий жеребости. Equine Practice, 1997, 19 (5): 23–29.

5. Джоунс Д., Брук Д. Исследование гамма-C теста как способа измерения уровня содержания иммуноглобулинов в молозиве у кобыл. Journal of Equine Veterinary Science, 1995, 15 (6): 269–271.

6. Дюво-Понтер С., Гроне Ж.Ф. Клостральный иммунитет. Отчёт конференции AERA «Иммунитет и жеребость», Париж, 5 декабря 2000: 51–60.

7. Женэн С. Передача пассивного иммунитета у новорождённых жеребят. Диссертация на степень магистра ветеринарных наук, ENVT, 1990: с. 75.

8. Зу С., Брейди Х.А., Херли Л. Защитные элементы в молозиве кобыл в дородовой период. Journal of Equine Veterinary Science, 1998, 18 (3): 184–188.

9. Калинейн А., Уэльд Ж., Озборн М., Нелли М., Макбрайд С., Уолш С. Полевые опыты по изучению вакцинации против гриппа у чистокровных жеребят и годовичков. Журнал по ветеринарии, 2001, 161: 174–185.

10. Клеман Ф., Арно Ж., Шаватт — Пальмер П. Колотест и молозивный банк в коневодстве. Новинки 1999. Equ’Idéee, 1999 (6): 38–43.

11. Краковский Л., Крижановский Ж., Урона З., Сиуики А.Ж. Влияние неспецифической иммуностимуляции жеребых кобыл при помощи 1,3/6 декстрана и левамизола на уровень содержания иммуноглобулинов в молозиве. Выборочные показатели неспецифического клеточного и гуморального иммунитета у новорождённых жеребят. Ветеринарная иммунология и иммунопатология, 1999, 68: 1–11.

12. Кэш Р.С.Ж. Использование рефрактометрии для оценки качества молозива. Equine Veterinary Education, 1999, 11 (1): 36–38.

13. Леблан М.М. Качество молозива, пассивная передача иммунитета и изоэлектролиз. Материалы ежегодной конференции Американского университета териогенологов, Сан-Антонио, 2000, 28 ноября — 2 декабря: 101–109.

14. Леблан М.М., Трен Т., Болдуин Ж.Л., Причард Е.Л. Факторы, влияющие на пассивную передачу иммуноглобулинов у жеребят. JAVMA, 1992, 200 (2): 179–183.

15. Мэдиган Ж.Е., Гайетала С., Мюллер Н. Гипериммунная плазма как способ защиты от приобретённой естественным путём Rhodococcus equi пневмонии у жеребят. Journal of Reproduction and Fertility, 1991, supple. 44: 571–578.

16. Пельрин Ж.Л. Иммунитет плода. Отчёт о конференции AERA «Иммунитет и жеребость», Париж, 5 декабря 2000: 11–19.

17. Плато Е., Стиот В., Колобэр С., Сорэль П. Ротавирусные диареи у жеребят, эпидемиология и попытки профилактического лечения. Отчёт C.E.R.E.O.P.A., Париж, 7 марта 1990: 137–144.

18. Робинсон Ж.А. Иммунная функция у жеребят. Journal of Equine Veterinary Science, 1994, 14 (7): 363.

19. Селлон Д.С. Вторичный иммунодефицит у лошадей. Ветеринарные клиники Северной Америки: лечение лошадиных, 2000, 16 (1): 117–130.

20. Тажуи С. Вакцинация жеребёнка: стратегия и практика. Отчёт о дне AERA «Иммунитет и беременность», Париж, 5 декабря 2000: 89–93.

21. Террье-Финель А. Опыт гипериммунизации жеребых кобыл, подверженных ротавирусу. Отчёт о ветеринарных исследованиях, Институт по изучению семейства лошадиных, Париж, 28 февраля 1996: 134–138.

22. Хуллингер П.Ж., Уилсон В.Д., Росситто П.В., Петтон Ж.Ф., Термонд М.С., Маклэхлан Н.Ж. Пассивная передача, уровень распада, протеиновая специфичность антител против вируса артериита у лошадей в условиях хозяйства с высоким уровнем серопозитивности. JAVMA, 1998, 213 (6): 839–842.

23. Шаватт — Пальмер П., Клеман Ф., Беч Ж.М. Нарушения пассивной
передачи иммунитета у жеребят. Pratique Vétérinaire Equine, 1999, 31 (122): 133–142.

24. Шаватт — Пальмер П., Гроне Ж.Ф., Клеман Ф., Арно Ж., Кэш Р. Уровень содержания кальция и иммуноглобулинов в грудных секретах. Отчёт о
ветеринарных исследованиях, Институт по изучению семейства лошадиных, Париж, 4 марта 1998: 39–49.

25. Шаватт — Пальмер П., Дюво-Понтер С., Клеман Ф. Передача иммунитета через молозиво у лошадиных. Отчёт о конференции AERA «Иммунитет и жеребость», Париж, 5 декабря 2000: 77–85.

26. Янг К.М., Ланн Д.П. Тестирование иммунитета у лошадей. Ветеринарные клиники Северной Америки: лечение лошадиных, 2000, 16 (1): 79–103.


 

СВМ № 3/2013

 

 

Facebook
Вконтакте
Комментарии
Пожалуйста, авторизуйтесь или зарегистрируйтесь, чтобы оставить комментарий.
КОММЕНТАРИИ (0)
Календарь мероприятий