Анестезиологическое пособие и осложнения у пингвина Гумбольдта (Spheniscus humboldti) при проведении визуальной диагностики (рентгенография и КТ)

Введение

В мире насчитывается всего 18 различных видов пингвинов, и пингвин Гумбольдта (Spheniscus humboldti) является одним из четырёх видов рода Spheniscidae. Его ближайшие родственники — африканский (Spheniscus demersus), магелланский (Spheniscus magellanicus) и галапагосский пингвины (Spheniscus mendiculus). Пингвины Гумбольдта обитают в Южной Америке, населяя прибрежные районы Перу и Чили, которые имеют тёплый и умеренный климат [1]. Пингвины Гумбольдта описываются как птицы среднего размера, длиной около 56–70 сантиметров и массой около 4,2 килограмма [2]. Продолжительность жизни пингвинов Гумбольдта в дикой природе составляет 15–20 лет [3], хотя некоторые особи в неволе могут доживать до 25–30 лет [4]. Международным союзом охраны природы (IUCN) их статус в Красном списке видов, находящихся под угрозой исчезновения, определён как уязвимый, так как численность популяций в дикой природе уменьшается [5]. Поэтому ветеринарный уход за колониями в неволе важен. Помимо профилактического ухода, такого как физикальное обследование, взятие проб крови и вакцинация с мануальной фиксацией, для проведения сложных медицинских процедур, таких как визуальные методы диагностики и хирургия, может потребоваться седация или общая анестезия.

Виды пингвинов обладают анатомическими и физиологическими особенностями, которые позволяют им добывать пищу и размножаться в некоторых экстремальных условиях их обитания. Однако между отдельными видами пингвинов существуют различия, некоторые из которых плохо задокументированы, что делает анестезиологическое пособие для конкретного вида сложной задачей [3; 4; 6].

Анестезиологические особенности и ожидаемые проблемы включают трудности, связанные с интубацией, регургитацией и аспирацией, гипертермией, гиповентиляцией и предшествующими состояниями, такими как лёгочный аспергиллёз. Насколько известно авторам, до сих пор было сообщено лишь несколько анестезиологических протоколов для седации или анестезии пингвинов Гумбольдта. Индукция с помощью маски и поддержание с изофлураном в кислороде, без предварительной седации, были описаны для анестезии 18-месячного пингвина Гумбольдта перед эндоскопическим удалением инородного тела [7]. Два других случая описывали использование для седации пингвинов Гумбольдта инъекционных препаратов: один отчёт, основанный на протоколе введения кетамина в дозе 5 мг/кг, внутримышечно (в/м), был признан эффективным седативным средством [8], в то время как другой случай показал, что комбинация медетомидина 0,05 мг/кг, кетамина 5 мг/кг и буторфанола 0,5 мг/кг в/м была эффективна для поддержания пингвинов Гумбольдта при проведении неинвазивных и малоболезненных процедур [9].

У некоторых видов пингвинов есть «двойная трахея» [10], образованная перегородкой, разделяющей этот орган на две части [4]. Такая бифуркация может присутствовать или отсутствовать и может располагаться на разных уровнях в зависимости от вида [11]. В роде Spheniscus длина перегородки, по сообщениям, очень изменчива [12], и авторам не удалось найти информацию о длине и расположении перегородки у пингвина Гумбольдта.

Цели статьи. Данный отчёт описывает анестезиологическое пособие пожилого пингвина Гумбольдта для процедур визуальной диагностики, детализируя использованный анестезиологический протокол, возникшие осложнения и поддержание. Более того, авторы описывают особенности верхних дыхательных путей, визуализированные с помощью компьютерной томографии (КТ) и рентгенографии. Предполагалось, что после процедур диагностической визуализации можно будет определить размер перегородки, разделяющей трахею, и другие измерения, такие как внутренний диаметр трахеи (ВД). Кроме того, эта информация может оказаться полезной для ветеринарных врачей, которым в будущем потребуется анестезия пингвинов Гумбольдта.

Описание случая

25-летняя самка пингвина Гумбольдта поступила в Ветеринарную клинику Университетского колледжа Дублина (UCDVH) для обследования по поводу отсутствия аппетита, продолжавшегося 3 недели. Пингвин не откладывал яйца в течение нескольких лет, что было связано с возрастом.

По прибытии в UCDVH результаты физического осмотра пингвина были следующими: сознание было ясным, бодрствующим и отзывчивым, частота сердечных сокращений (ЧСС) составляла 140 ударов в минуту (уд./мин) на основе аускультации сердца, частота дыхания (ЧДД) 12 дыхательных движений в минуту по внешнему наблюдению в переноске, слизистые оболочки — розовые, состояние тела — 3/5, оценка на основе шкалы состояния тела для магелланских пингвинов [13]. Физическое состояние по классификации Американского общества анестезиологов (ASA) было оценено как II, масса тела составляла 3,9 кг.

Общий анализ крови, проведённый ветеринарным специалистом, показал отсутствие отклонений, а биохимический анализ сыворотки выявил гиперкальциемию более 4 ммоль/л, что эквивалентно 16,03 мг/дл (референсный диапазон: 8,7–12,8 мг/дл), и незначительные нарушения функции печени: глобулины 5,4 г/дл (0,6–5,3 г/дл), общий белок 7,4 г/дл (3,7–6,9 г/дл) [такие показатели не могут быть однозначно расценены как нарушение функции печени, — Прим. научного редактора], АЛТ 231 Ед/л (11–105 Ед/л), общий билирубин 32 мкмоль/л, что эквивалентно 1,87 мг/дл (0–1,6 мг/дл) [3].

Вентродорсальные (ВД) рентгеновские снимки были сделаны в центре направления за 3 недели до поступления с пингвином в сознании. Снимки показывали хорошо очерченную минерализованную непрозрачную структуру, наложенную на область клоаки. Поскольку эта минерализация могла указывать на задержанное яйцо из-за инерции матки, пингвин получил терапевтическое лечение кальцием (300 мг) и холекальциферолом (5 мкг) (Caltrate, GlaxoSmithKline Consumer Healthcare Limited, Citywest Business Campus, Dublin 24, Ireland) перорально один раз в день в течение 2 недель до поступления. Другие лекарства включали: ко-амоксиклав (500 мг) (Kesium, Ceva Sante Animale, France) перорально дважды в день в течение 26 дней, мелоксикам (1,75 мг) (Metacam, Boehringer Ingelheim, Vetmedica GmbH, 55216 Ingelheim, Rhein, Germany) перорально один раз в день в течение 22 дней и итраконазол (100 мг) (Sporanox, McGregor Cory Limited, Middleton Close, Banbury, Oxfordshire, UK) перорально один раз в день в течение 12 дней (для лечения возможного аспергиллёза, вызванного стрессом). Биохимические анализы сыворотки были повторены через 3 дня после первоначального образца, и глобулины оставались постоянно повышенными на уровне 5,8 г/дл (0,6–5,3 г/дл), тогда как АЛТ снизилась до 153 Ед/л (11–105 Ед/л), а общий билирубин оставался постоянно повышенным на уровне 48 мкмоль/л, что эквивалентно 2,81 мг/дл (0–1,6 мг/дл) [3].

Пингвин сохранял свою массу тела на протяжении болезни благодаря ежедневному кормлению смотрителями, но продолжал оставаться анорексичным и вялым, несмотря на проведённое лечение. Пингвин был направлен на полное обследование тела — рентгенографию и КТ — под общей анестезией. Премедикация состояла из буторфанола (Butador; Chanelle Pharma, Loughrea, Galway, Ireland) 0,5 мг/кг в комбинации с мидазоламом (Midazolam: Hypnovel; Roche Products Ltd., Welwyn Garden City, UK) 1 мг/кг, введённого внутримышечно в грудные мышцы. Через 10 минут степень седации была слабой, и была введена дополнительная доза буторфанола 0,5 мг/кг. Через 6 минут степень седации была умеренной, и анестезия была проведена севофлураном (Sevoflurane: Sevoflo; Abbott Animal Health, Dublin, Ireland) при настройке испарителя 4–5% в смеси с кислородом, подаваемым через маску с нулевым мёртвым пространством. Трахея была интубирована трубкой Коле (Cole Tracheal Tube) диаметром 3,5 мм (MILA International, INC; UK), и анестезия поддерживалась севофлураном при настройке испарителя между 2 и 4,5%. Кислород подавался со скоростью 2,5–3 л/мин с использованием нереверберационной системы (Mapleson D (Т-образная система)), и ручная вентиляция была начата из-за гиповентиляции пингвина (Pe’CO₂ 7 кПа). Через 10 минут анестезии пингвин регургитировал небольшое количество желудочного содержимого, которое было аспирировано, и дыхательные пути очищены. Эндотрахеальная трубка (ЭТТ) при вентиляции издавала слышимые утечки, поэтому было решено заменить трубку на больший размер, и ЭТТ была заменена на трубку Коле диаметром 4 мм (MILA International, Inc; UK). Ручная вентиляция продолжалась с ЧДД между 4 и 15 дыхательными движениями в минуту на протяжении всей процедуры; однако небольшая слышимая утечка из ЭТТ всё ещё обнаруживалась.

Мониторинг анестезии включал измерение насыщения гемоглобина кислородом (SpO₂) с помощью портативного пульсоксиметра, прикреплённого к плавнику (LifeVet PT, Eickemeyer, Germany), измерение парциального давления углекислого газа в конце выдоха (Pe’CO₂) через капнограф бокового потока (Mindray BeneView T5 multiparametric monitor, India), ЧСС измерялась как с пульсоксиметром, так и с помощью электрокардиограммы (ЭКГ), и неинвазивное артериальное давление (НИАД) измерялось с помощью осциллометрического тонометра (Suntech Vet20 Veterinary Blood Pressure Monitor, USA) с манжетой номер 2, расположенной вокруг предплюсны. Температура клоаки измерялась с помощью цифрового термометра (TRODIGITERM, TROGE, Hamburg, Germany). Значения мониторинга и референсные диапазоны суммированы в таблице 1.

Были сделаны полные рентгенограммы тела ВД и боковые. Осмотр рентгенограмм показал, что ЭТТ была расположена в левой трахеальной бифуркации. Поэтому ЭТТ была немного выдвинута, и вторая рентгенограмма шеи подтвердила правильное размещение ЭТТ проксимально к бифуркации. В правую предплюсневую вену был введён внутривенный катетер (Intraflon 2, VYGON, Ecouen, France).

Илл. 1. КТ-изображение в дорсальной косой плоскости, показывающее эндотрахеальную трубку (стрелка) на уровне левой трахеальной бифуркации

После рентгенограмм пингвин был перемещён для выполнения полного обследования тела с помощью КТ. Йоверсол, йодированный неионный контраст (Optiray 300; Guerbet, France), был введён через внутривенный катетер. КТ-изображения показали экстравазацию контраста, что свидетельствовало о смещении внутривенного катетера. Поэтому был установлен второй внутривенный катетер 24-го диаметра в левую предплюсневую вену, и в общей сложности было введено 4 мл контраста (307 мг/кг). КТ-изображения показали, что ЭТТ была расположена немного за пределами трахеальной септальной бифуркации, расположенной в левой трахее, несмотря на её повторное позиционирование при рентгенографии (илл. 1).

Через 125 минут введение севофлурана было прекращено, и флумазенил (Flumazenil, Fresenius, Kabi, Deuchland, GmbH, Germany) 0,04 мг/кг был введён внутривенно. Пингвин был позиционирован в стоячем (вертикальном) положении для периода пробуждения (илл. 2). Восстановление было быстрым и без осложнений, несмотря на лёгкую атаксию в течение первых 15 минут после экстубации. На основе КТ-сканирования был поставлен диагноз сальпингита, и поэтому антибактериальное лечение ко-амоксиклавом 500 мг перорально дважды в день было продолжено. Других отклонений на КТ-сканировании не было выявлено.

Илл. 2. Пингвин восстанавливается в вертикальном (стоячем) положении для предотвращения регургитации

Рентгенограммы дыхательных путей пингвина подтвердили, что у этого пингвина Гумбольдта была трахеальная бифуркация, которая начиналась примерно в 3,6 см от глотки (илл. 3А). Рентгенографически глотка была наложена на череп, что препятствовало измерениям. На КТ-изображениях длина от глотки до трахеальной бифуркации составляла 4,67 см (илл. 3В).

Кроме того, внутренний диаметр проксимальной трахеи был измерен примерно на 1,29 см по рентгенограммам и 1,13 см по КТ (илл. 4А и В).

Илл. 3. A. Вентродорсальная рентгенограмма, показывающая эндотрахеальную трубку (стрелка) на уровне трахеальной бифуркации. B. КТ-изображение в дорсальной косой плоскости, показывающее трахеальную бифуркацию на расстоянии примерно 4,67 см от глотки

Илл. 4. A. Вентродорсальная рентгенограмма головы и шеи, показывающая внутренний диаметр трахеи (линия). B. Поперечное КТ-изображение в лёгочном окне, показывающее внутренний диаметр проксимальной части трахеи (линия)

Обсуждение и выводы

Описанный в этом отчёте пингвин Гумбольдта был 25 лет и весил 3,9 кг, что соответствует маленькому или среднему размеру пожилого пингвина с нормальным весом тела. Статус ASA был классифицирован как II, поскольку у животного было лёгкое системное заболевание. Хотя недавнее ретроспективное исследование показало отсутствие различий в смертности среди птиц разных возрастов, однако уровень смертности увеличивается, когда статус ASA равен или превышает III, что свидетельствует о том, что анестезиологический риск выше у менее системно здоровых птиц. В данном случае анестезиологический риск был низким [16].

Стресс из-за разлуки с членами колонии, попадания в новое место и в руки незнакомых людей способен усугубить субклинические инфекции, поэтому для проведения процедуры может потребоваться седация и анестезия.

Предварительная подготовка к анестезии

Рекомендуется голодание пингвинов минимум за 8–12 часов [6] и до 18–24 часов [4] перед анестезией, чтобы опорожнить желудок и предотвратить регургитацию и аспирацию содержимого желудка, так как риск этого высок. Кроме того, голодание уменьшает нагрузку на желудок и кишечник и помогает птице дышать легче, особенно в положении на спине [3; 4; 17]. В этом случае, несмотря на 19-часовое голодание, пингвин регургитировал примерно через 13 минут после индукции анестезии, что подтверждает данные литературы. Поэтому более уместным было бы голодание не менее 24 часов, как описано в предыдущей литературе [4], чтобы избежать этой потенциальной проблемы.

Преданестезиологические анализы крови могут помочь анестезиологу диагностировать определённые системные заболевания у пингвинов. Аспергиллёз — это распространённое грибковое заболевание у птиц, клиническое течение которого в основном подострое или хроническое [18]. Оно вызывается стрессовыми ситуациями, такими как транспортировка из колонии и анестезиологические процедуры, и является одной из самых частых причин смерти у пингвинов в неволе [19; 20]. Гематологические данные, такие как лейкоцитоз, моноцитоз, лимфопения или нерегенераторная анемия, могут быть весьма характерными показателями аспергиллёза [21]. Однако в данном случае общий анализ крови не показал никаких отклонений, что снижает вероятность этого заболевания. Кроме того, пингвин получал итраконазол 20 мг/кг перорально один раз в день в качестве профилактического средства против Aspergillus fumigatus. Диагностическая визуализация, такая как рентгенография или КТ, является полезным инструментом для диагностики аспергиллёза путём выявления гранулём воздушных мешков или других изменений в лёгочных полях [22; 23]. В КТ-изображениях этого пациента не было обнаружено признаков аспергиллёза. Биохимические анализы сыворотки предоставляют информацию о функции почек и/или печени. Это важно, поскольку большинство обычно используемых анестезиологических и седативных средств метаболизируются в печени. В этом случае наблюдались умеренная гиперкальциемия, лёгкая гиперпротеинемия и незначительно повышенные уровни АЛТ и общего билирубина. Основываясь на этих результатах, была выбрана комбинация короткодействующего опиоида, такого как буторфанол, и обратимого седативного средства, такого как мидазолам, в качестве сбалансированной премедикации перед введением севофлурана для поддержания общей анестезии.

Премедикация, индукция и поддержание анестезии — препараты

Хотя пингвины хорошо переносят минимальное удержание для минимально инвазивных процедур [4], некоторые процедуры (например, сложная визуализация и хирургические вмешательства) требуют седации или общей анестезии.

В этом случае пингвин первоначально был премедицирован мидазоламом и буторфанолом для минимизации стресса во время манипуляций и индукции анестезии. Премедикация также обеспечивает анальгезию и позволяет уменьшить потребность в ингаляционных анестетиках у диких и содержащихся в неволе животных [24]. Использование опиоидов, таких как буторфанол (1 мг/кг внутримышечно), оказалось эффективной премедикацией перед ингаляционной анестезией у африканского пингвина (Spheniscus demersus) при хирургическом удалении полупозвонка [25]. Буторфанол, введённый внутримышечно в дозе 0,5 мг/кг, также указывается как эффективное средство у пингвинов Гумбольдта в комбинации с медетомидином 0,05 мг/кг и кетамином 5 мг/кг [9]. Однако этот протокол был связан с коротким периодом мышечного расслабления и ограниченной переносимостью эндотрахеальной интубации. В упомянутом исследовании также сообщалось о снижении ЧСС, чего необходимо было избежать в этом случае из-за пожилого возраста пингвина. Вместо этого мидазолам был введён с буторфанолом из-за его кардиоваскулярной стабильности, седативных эффектов у птиц и потенциала предотвращения или уменьшения стресса во время индукции анестезии с галогенсодержащими летучими анестетиками [26]. Доза 1 мг/кг была основана на личной коммуникации с коллегами. Первоначальная седация была оценена как слабая через 10 минут после внутримышечного введения, так как пингвин проявлял признаки стресса в клетке; была введена дополнительная доза буторфанола 0,5 мг/кг внутримышечно. Общая доза буторфанола 1 мг/кг соответствует предыдущим отчётам о других видах рода Spheniscus [25].

Поскольку было выполнено несколько процедур, включающих изменение положения и местоположения пингвина (КТ и рентгенография), птица была интубирована для защиты дыхательных путей. Кроме того, интубация позволяет обеспечить высокую вдыхаемую фракцию кислорода (FiO₂) и позволяет анестезиологу оценить Pe’CO₂ с помощью капнографии.

Наиболее часто используемые протоколы для индукции и поддержания анестезии у пингвинов включают использование ингаляционных анестетиков [6]. Севофлуран использовался вместо изофлурана из-за его относительно низкого коэффициента распределения кровь: газ и более быстрого времени индукции и восстановления. Кроме того, было показано, что он поддерживает более высокую частоту дыхания в исследовании у птиц [6; 27]. Кроме того, благодаря менее резкому запаху по сравнению с изофлураном, севофлуран может обеспечивать более гладкую индукцию анестезии [6].

При использовании ингаляционных анестетиков для индукции могут возникать апноэ или поверхностное дыхание и брадикардия у ныряющих птиц как кардио-респираторный ответ на погружение или рефлекс ныряния [4; 28]. В этом случае использование мидазолама и буторфанола в качестве седативных средств перед индукцией могло стать причиной отсутствия у пингвина брадикардии, апноэ или других осложнений, связанных со стрессом во время индукции.

Интубация и управление дыхательными путями

Как уже упоминалось, у некоторых видов пингвинов имеется перегородка, которая разделяет трахею краниально от бронхиальной бифуркации на правую и левую части, часто называемые «двойной трахеей» [10; 29]. У рода Spheniscus, к которому относится пингвин Гумбольдта, длина от глотки до начала трахеальной перегородки варьируется [11; 12]. Авторам не удалось найти информацию о конкретной длине трахеальной перегородки у данного вида до проведения анестезии. Для анестезиолога это будет дополнительной задачей, поскольку наличие бифуркации может привести к односторонней трахеальной интубации с риском травмы трахеальной перегородки, если выбрана неправильная длина или размер эндотрахеальной трубки [4; 10]. Важно отметить, что односторонняя трахеальная интубация не представляет значительного риска для вентиляции пингвина, поскольку у птиц имеется эффективная система лёгких и воздушных мешков для газообмена [26; 30]. По этой причине и по сравнению с другими животными, такими как млекопитающие, односторонняя вентиляция не приводит к гипоксемии, даже если пингвин гиповентилируется.

В настоящем случае измеренное расстояние от глотки до трахеальной перегородки составляло примерно 3,6 см по рентгенограммам, тогда как при измерении с помощью КТ-изображений расстояние составляло 4,67 см. Это расхождение почти в 1 см объясняется тем, что глотка была наложена на череп на рентгенограммах, и это важное наблюдение, поскольку оно указывает на то, что эндотрахеальная трубка (ЭТТ) всё ещё могла продвинуться за перегородку, если бы использовались только рентгенограммы. Важно отметить, что измерения, приведённые в описании этого клинического случая, не могут быть экстраполированы на другие виды пингвинов.

Предыдущие данные литературных источников указывают, что у хохлатого пингвина (Eudyptes chrysocome) перегородка выступает всего на 5 мм в длину от карины [12], тогда как у очкового пингвина (Spheniscus demersus) перегородка начинается всего в 1 или нескольких сантиметрах от гортани [10; 11]. Также сообщается, что у желтоглазого пингвина (Megadyptes antipode) нижняя треть трахеи также разделена перегородкой [20], а у королевских пингвинов (Aptenodytes patagonicus) перегородка простирается на 80% длины трахеи [31]. Поэтому вариации между видами делают эти находки более значимыми, поскольку это впервые, когда местоположение трахеальной перегородки было измерено у пингвинов Гумбольдта.

Аналогично другим видам птиц, использование трубок с манжетами не рекомендуется у пингвинов, так как у них могут быть частично окостеневшие трахеальные кольца [31]. Кроме того, использование трубок Коле считается безопасным методом эндотрахеальной интубации при риске повреждения трахеи [32]. В этом случае первая попытка с 3,5 мм трубкой Коле привела к некоторой утечке воздуха при ручной вентиляции с положительным давлением (IPPV), поэтому трубка заменена на аналогичную Коле, но с диаметром 4 мм. Этот размер трубки соответствовал предыдущему отчёту, в котором пингвин Гумбольдта весом 4,5 кг был интубирован с помощью трубки без манжеты диаметром 4 мм для эндоскопического удаления инородного тела [7]. Несмотря на это, небольшая утечка всё ещё присутствовала при выполнении IPPV, поэтому предпочтительным вариантом была бы немного большая трубка. К сожалению, в клинике не было доступной трубки Коле большего размера. Это предположение подтверждается другим отчётом, в котором пингвин меньшего размера, африканский пингвин черноногий (Spheniscus demersus) весом 2,6 кг, был интубирован с трубкой Коле диаметром 4 мм [33]. Однако после измерения внутреннего диаметра трахеи (см. илл. 4А и В) было установлено, что максимальный диаметр трубки Коле 5 мм [34] (с наружным диаметром 1,26 см) мог использоваться для трахеи этого пингвина.

Внутривенный доступ

Катетеризация для внутривенного доступа может быть выполнена в различных местах, таких как вена плавника (брахиальная или медиальная) [2; 35] или медиальная плюсневая вена [25] (илл. 5). В настоящем случае были катетеризированы обе плюсневые вены из-за смещения одного катетера. Катетеры в плюсневую вену использовались в предыдущих отчётах у пингвинов [7; 25], однако существует риск фекального загрязнения из-за близости к клоаке [6]. Несмотря на это, никаких осложнений, кроме смещения после первой установки катетера, не было.

Илл. 5. Пингвин Гумбольдта во время общей анестезии. Оборудование для мониторинга, внутривенный доступ и хладоэлементы для предотвращения гипертермии

Мониторинг анестезии

При анестезии пингвинов рекомендуется тщательный мониторинг анестезии, и должны быть учтены специфические особенности. Пульсоксиметрия показала себя ненадёжным методом измерения насыщения кислородом у птиц из-за различий в характеристиках поглощения кислородсодержащего и дезоксигемоглобина. Несмотря на это, пульсоксиметрия имеет некоторые преимущества при мониторинге птиц, так как она обладает высокой точностью при измерении частоты пульса до 500 уд./мин и удовлетворительной регистрацией трендов насыщения кислородом и ЧСС [36].

Использование осциллометрии для измерения НИАД ненадёжно по сравнению с прямым измерением артериального давления у некоторых видов птиц [37]. В настоящем случае НИАД измерялось с помощью манжеты номер 2, размещённой вокруг предплюсны (таблица 1 для измеренных значений во время анестезии). Хотя измеренные значения не имеют референсных диапазонов для сравнения, частота пульса, зарегистрированная осциллометром, постоянно совпадала с ЧСС, полученной с помощью ЭКГ и показаний пульсоксиметра на протяжении всей процедуры. Таким образом, осциллометр использовался для мониторинга трендов и обеспечения поддержания соответствующей плоскости анестезии во время процедуры.

ЧДД и значения капнографии должны тщательно мониторироваться для оценки вентиляции анестезированного пациента. Предыдущее исследование у африканских серых попугаев, подвергавшихся анестезии с ингаляционными анестетиками, показало адекватную вентиляцию птиц при значениях Pe’CO₂ между 30 и 45 мм рт. ст. [14]. На основании этого исследования вентиляция вручную контролировалась для лечения гиповентиляции и обеспечения оксигенации пациента.

Мониторинг ЧСС

Предыдущее исследование описало нормальную ЧСС у пингвинов Гумбольдта в покое, при пассивном плавании в воде и при беге, которая варьировалась от 121 до 245 уд./мин (таблица 1). Оно также оценивало частоту под водой (от 119 до 125 уд./мин) и после 60 секунд под водой (уменьшение на 78 уд./мин) [15]. На основании зарегистрированной ЧСС пингвин поддерживался в пределах нормальных значений на протяжении всей процедуры, колеблясь между 120 и 200 уд./мин (см. таблицу 1).

Таблица 1. Физиологические показатели, зафиксированные во время общей анестезии у 25-летней самки пингвина Гумбольдта, анестезированной в Ветеринарной клинике Университетского колледжа Дублина (UCDVH). Данные представлены в виде минимальных и максимальных значений

Температура тела и терморегуляция

Нормальная температура тела у пингвинов составляет от 37,8 до 38,9 °C [3]. Было показано, что они могут развивать как гипотермию, так и гипертермию в перианестезиологический период [3; 4; 6; 38]. Температура тела может контролироваться у птиц с помощью зондов для измерения температуры в пищеводе или клоаке. Зонд для пищевода вводится через рот и измеряет температуру на уровне грудного отдела пищевода [39]. Если этот зонд недоступен или процедура не позволяет его использование, в качестве альтернативы можно использовать зонд для измерения температуры в клоаке. Однако зонды для клоаки могут легко смещаться, если они не закреплены должным образом, что приводит к тому, что измеренные температуры кажутся ниже [40]. Но оба метода измерения могут коррелировать друг с другом и являются неинвазивными [39]. В настоящем случае температура клоаки периодически контролировалась с помощью цифрового термометра, так как наличие трубки ЭТТ в ротовой полости мешало использованию зонда для пищевода.

Наличие артериального сплетения в плечевой кости в плавниках работает как система теплообмена, которая ограничивает потерю тепла через плавники и позволяет пингвину поддерживать и регулировать температуру тела. Кроме того, изоляция, обеспечиваемая их перьями и наличием подкожного жирового слоя, также помогает им поддерживать температуру тела [3; 6]. Эти защитные механизмы делают их склонными к гипертермии в стрессовых условиях или во время анестезии, и они могут развивать сердечные аритмии и увеличивать потребность в кислороде [26]. Для снижения риска гипертермии некоторые авторы рекомендуют использовать ледяные блоки (илл. 5) на их лапах и плавниках [4; 6]. Другая профилактическая альтернатива для предотвращения гипертермии — держать их в кондиционированной среде, чтобы предотвратить колебания температур [6]. В нашем случае пингвин испытал период гипертермии (до 39,6 °C) в начале процедуры, который был купирован путём размещения хладоэлементов рядом с плавниками и телом пациента.

Однако существует также риск гипотермии во время анестезии из-за вдыхания сухого холодного кислорода [35], поэтому требуется постоянный контроль температуры во время анестезии. У этого пациента были периоды гипотермии (около 35,5 °C), которые контролировались и купировались путём удаления хладоэлементов и применения пассивных методов обогрева (одеяла и полотенца) для уменьшения потери тепла.

Позиционирование и период пробуждения

Некоторые положения тела пингвина во время анестезии негативно влияют на функцию вентиляции. Исследование у королевских пингвинов (Aptenodytes patagonicus) показало, что они склонны к обструкции трахеи из-за накопления слюны в положении на спине, тогда как в положении на животе наблюдалось меньшее количество апноэ и «поднятия головы» для попыток проглотить накопившуюся слюну [38]. В этом случае не было осложнений, связанных с позиционированием пациента, несмотря на то что большая часть процедуры выполнялась в положении на спине.

Положение животного во время пробуждения также является важным анестезиологическим аспектом. Некоторые авторы рекомендуют положение стоя для предотвращения регургитации и аспирационной пневмонии, когда пациент не полностью восстановил все гортанные рефлексы [6]. В этом случае было решено удерживать пингвина в вертикальном положении, пока он не начал двигать головой, и экстубация стала возможной (илл. 2). Это положение также предотвращало травмы плавников в случае возбуждения или чрезмерного движения во время периода пробуждения.

Для ускорения восстановления в конце процедуры может быть введён флумазенил, если были использованы бензодиазепины. Это позволяет быстрее восстанавливаться и отменять побочные эффекты, если они всё ещё присутствуют [4]. В этом случае пингвин был экстубирован через 6 минут после введения флумазенила внутривенно, и восстановление было оценено как неосложнённое и быстрое.

Заключение

Анестезия пингвинов Гумбольдта может быть сложной процедурой. Гипертермия, гипотермия, регургитация, гиповентиляция и трудности при интубации — это некоторые из ожидаемых осложнений при анестезии пингвинов, и все они присутствовали в этом случае. Использованный анестезиологический протокол, основанный на премедикации буторфанолом и мидазоламом внутримышечно и индукции и поддержании севофлураном, не показал серьёзных осложнений и обеспечил плавные периоды индукции и восстановления. Положение трахеальной перегородки у этого пингвина Гумбольдта описано как примерно 3,6 см от глотки по рентгенограммам и 4,67 см от глотки по КТ-изображениям. Диаметр трахеи также был измерен и составил 1,13 см.

Список сокращений

КТ — компьютерная томография; в/м — внутримышечно; ЧСС — частота сердечных сокращений; уд./мин — ударов в минуту; ЧДД — частота дыхательных движений; ВД — внутренний диаметр; ЭТТ — эндотрахеальная трубка; SpO₂ — насыщение гемоглобина кислородом; Pe’CO₂ — парциальное давление углекислого газа в конце выдоха; ЭКГ — электрокардиограмма; НИАД — неинвазивное измерение артериального давления; в/в — внутривенно; FiO₂ — фракция кислорода во вдыхаемой газовой смеси; IPPV — вентиляция с положительным давлением; UCDVH — Ветеринарная клиника Университетского колледжа Дублина; ASA — Американское общество анестезиологов; АЛТ — аланинаминотрансфераза.

Благодарности. Авторы выражают благодарность персоналу Ветеринарной клиники UCD и Дублинского зоопарка за их помощь во время процедуры.

Вклад авторов. PR: провёл анестезию и подготовил черновик рукописи. FR: помог планировать анестезиологический протокол, курировал анестезию, а также подготовил и пересмотрел рукопись. NM: пересмотрел рукопись и предоставил всю информацию об истории и ходе болезни пингвина. SH: подготовил диагностические отчёты и пересмотрел рукопись. RCB: планировал анестезиологический протокол, курировал анестезию и пересмотрел рукопись. Все авторы прочитали и пересмотрели рукопись. Автор(ы) прочитали и одобрили окончательную версию рукописи.

Финансирование. Этот отчёт о случае получил освобождение от публикационного взноса в Irish Veterinary Journal от Исследовательского комитета Школы ветеринарной медицины UCD.

Доступность данных и материалов. Данные, использованные в исследовании, доступны у соответствующего автора по запросу.

Декларации
Этическое одобрение и согласие на участие: неприменимо.
Согласие на публикацию: институциональное согласие.
Конфликт интересов: авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Литература

1. Vianna JA, Cortes M, Ramos B, Sallaberry-Pincheira N, González-Acuña D, Dantas GPM, et al. Changes In Abundance and distribution of Humboldt penguin Spheniscus Humboldti. Mar Ornithol. 2014;42:153–9.
2. Schneider, Wallace R, Walsh M. In: Penguin Husbandry Manual, 3rd ed. Silver Spring: Association of Zoos and Aquariums. 2005;23:101.
3. Schneider T, et al. AZA Penguin Taxon Advisory Group. Penguin (Sphe- niscidae) Care Manual. Silver spring. Association of Zoos and Aquariums. 2014.
4. Roberta S, Wallace R. Sphenisciformes (Penguins). In: Miller R, Fowler M, editors. Fowler’s Zoo and wild animal medicine. 82–8.
5. IUCN. 2022. The IUCN Red List of Threatened Species. Version 2022–2. https://www.iucnredlist.org. Accessed on 24 Jul 2023.
6. Bodley K, Schmitt TL. Penguins. In: West G, Heard D, Caulkett N, editors. 2nd ed. Zoo animal and wildlife immobilization and anesthesia. Wiley Blackwell; 2014;435–43.
7. Jung WS, Ko M, Cho HK, Kang BJ, Choi JH, Chung JY. A case of endoscopic retrieval of a long bamboo stick from a humboldt penguin (Spheniscus humboldti). J Vet Med Sci. 2017;79:448–51.
8. Luna-Jorquera G, Culik BM. Capturing Humboldt Penguins Spheniscus humboldti with the use of an anaesthetic. Mar Ornithol. 1996;24:47–50.
9. Widmer DR, Tacke S, Ternes K, Marcordes S, Kempf H. Injectable Anesthesia With Medetomidine, Ketamine, and Butorphanol in Captive Humboldt Penguins (Spheniscus humboldti). J Avian Med Surg. 2021;167–79.
10. Zeek 1951. Double trachea in penguins and sea lions. Anat Rec. 1951;111(3):327–43.
11. Watson M. Report on the anatomy of the Spheniscidae. The voyage of H.M.S. Challenger. 1873–1876. Edinburgh: Her Majesty’s Government, Neill & Co; 1882.
12. McLelland J. Chapter 2: Larynx and trachea. In: AS King, L McLelland, editors. Form and Function in Birds. London; 1989;69–103.
13. Clements J, Sanchez JN. Creation, and validation of a novel body condition scoring method for the magellanic penguin (Spheniscus magellanicus) in the zoo setting. Zoo Biol. 2015;34:538–46.
14. Thomas ME. Capnographic monitoring of anesthetized African grey parrots receiving intermittent positive pressure ventilation. JAVMA. 2001;219: n12.
15. Butler PJ, Woakes AJ. Heart rate and aerobic metabolism in Humboldt penguins, Spheniscus Humboldti, during voluntary dives. J Exp Biol. 1984;108:419–28.
16. Hollwarth AJ, Pestell ST, Byron-Chance DH, Dutton TAG. Mortality outcomes based on ASA grade in avian patients undergoing general anesthesia. J Exot Pet Med Saunders. 2022;41:14–9.
17. Lierz M, Korbel R. Anaesthesia and Analgesia in Birds. J Exot Pet Med. 2012;21:44–58.
18. Seyedmousavi S, Guillot J, Arné P, De Hoog GS, Mouton JW, Melchers WJG, et al. Aspergillus and aspergilloses in wild and domestic animals: A global health concern with parallels to human disease. Med Mycol. 2015;53:765–97.
19. Hocken AG. Cause of death in blue penguins (Eudyptula m. minor) in North Otago. New Zealand N Z J Zool. 2000;27:305–9.
20. Hocken AG. Post-mortem examination of penguins. Dep Conserv New Zeland Sci Intern Ser. 2002;65:1–25.
21. Jones MP, Orosz SE. The Diagnosis of Aspergillosis in Birds. Sem Avian and Exotic Pet medicine. 2000;9:52–8.
22. Nevitt BN, Langan JN, Adkesson MJ, Mitchell MA, Henzler M, Drees R. Comparison of air sac volume, lung volume, and lung densities deter- mined by use of computed tomography in conscious and anesthetized Humboldt penguins (Spheniscus humboldti) positioned in ventral, dorsal, and right lateral recumbency. AJVR. 2014;75:739–45.
23. Schwarz T, Kelley C, Pinkerton ME, Hartup BK. Computed tomographic anatomy and characteristics of respiratory aspergillosis in juvenile whooping cranes. Vet Radiol Ultrasound. 2016;57:16–23.
24. Douglas P. Chapter 6: Analgesia. In: zoo animal and wildlife immobilization and anaesthesia. Second Edition. IWest G, Heard D, Caulkett N, editors. 97.
25. Bradford C, Bronson E, Kintner L, Schultz D, McDonnell J. Diagnosis and attempted surgical repair of hemivertebrae in an African penguin (Spheniscus demersus). J Avian Med Surg. 2008;22:331–5.
26. Ludders JW, Matthews NS. Birds. In: Veterinary Anesthesia and Analgesia Lumb and Jones 4th Edition. W Tranquilli, JC Thurmon, KA Grimm, editors. 4th ed. Blackwell.
27. Granone TD, de Francisco ON, Killos MB, Quandt JE, Mandsager RE, Graham LF. Comparison of three different inhalant anesthetic agents (isoflurane, sevoflurane, desflurane) in red-tailed hawks (Buteo jamaicensis). Vet Anaesth Analg. 2012;39:29–37.
28. Jones DR, Furilla RA, Heieis MRA, Gabbott GRJ, Smith DFM. Forced and voluntary diving in ducks: cardiovascular adjustments and their control. Can J Zool. 1988;66(1):75–83.
29. Jaeger. Theilung der Luftrohre durch eine Scheidenwand bei der Fettgans. Adptenodytes demersa. Meckel’s Archiv fur Anat und Physiol. 1832:48.
30. Maina JN. Development, structure, and function of a novel respiratory organ, the lung-air sac system of birds: To go where no other vertebrate has gone. Biol Rev Camb Philos Soc. 2006:545–79.
31. Kriesell HJ, Le Bohec C, Cerwenka AF, Hertel M, Robin JP, Ruthensteiner B, et al. Vocal tract anatomy of king penguins: Morphological traits of two-voiced sound production. Front Zool. 2020;17.
32. Palmer D. Chapter 7: Airway maintenance. In: Anaesthesia for Veterinary Technicians. Bryant S, editor. Wiley-Blackwell; 2010. p. 57–70.
33. Castaño-Jiménez PA, Trent AM, Bueno I. Surgical Removal of a Ventricular Foreign Body in a Captive African Black-footed Penguin (Spheniscus demersus). J Avian Med Surg. 2016;30:46–52.
34. JORVET [Internet]. [cited 2022 Dec 12]. Available from: https://jorvet.com/ product/aviansmall-exotic-cole-endotracheal-tube-5–0mm/.
35. Bigby SE, Carter JE, Bauquier S, Beths T. Use of Propofol for Induction and Maintenance of Anesthesia in a King Penguin Aptenodytes patagonicus Undergoing Magnetic Resonance Imaging. J Avian Med Surg. 2016;30:237–42.
36. Schmitt PM, Göbel T, Trautvetter E. Evaluation of Pulse Oximetry as a Monitoring Method in Avian Anesthesia. J Avian Med Surg. 1998;12(2):91–9.
37. Zehnder AM, Hawkins MG, Pascoe PJ, Kass PH. Evaluation of indirect blood pressure monitoring in awake and anesthetized red-tailed hawks (Buteo jamaicensis): Effects of cuff size, cuff placement, and monitoring equipment. Vet Anaesth Analg. 2009;36:464–79.
38. Thil M-A, Groscolas R. Field Immobilization of King Penguins with Tiletamine-Zolazepam (Uso de tiletamine-zolazepam para inmobilizar Aptenodytes patagonicus en el. Source: J Field Ornithol. 2002;73:308–317.
39. Phalen DN, Mitchell ME, Cavazos-Martinez ML. Evaluation of Three Heat Sources for Their Ability to Maintain Core Body Temperature in the Anesthetized Avian Patient [Internet]. Source: J Avian Med Surg. 1996;10(3):174–178.
40. Degernes L. Anesthesia for Companion Birds. 2008.

Источник: Irish Veterinary Journal (2023) 76:29. © The Author(s) 2023. Open Access. This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.

СВМ № 4/2024

Вам также могут быть интересны статьи:

Шоковое состояние у кроликов

Мониторинг анестезии: что, почему и как?

Сложности в анестезии, связанные с породами. Чек-лист