Миокардит у кошки с вирусным перитонитом (FIP), вызванным коронавирусом кошек (FCoV) с мутацией М1058L: клинические и патологические изменения

Chiara Guarnieri¹, Luca Bertola^2,3, Luca Ferrari¹, Cecilia Quintavalla¹, Attilio Corradi¹ и Rosanna Di Lecce^1
1 Department of Veterinary Science, University of Parma, 43126 Parma, Italy; chiara.guarnieri1@unipr.it (C.G.); cecilia.quintavalla@unipr.it (C.Q.); rosanna.dilecce@unipr.it (R.D.L.)
² Department of Veterinary Medicine, University of Milan, 26900 Lodi, Italy; luca.bertola@unimi.it
³ Mouse and Animal Pathology Laboratory (MAPLab), Fondazione Unimi, 20139 Milano, Italy

---

Аннотация

Вирусный перитонит кошек (FIP) — это инфекционное заболевание, возбудителем которого является коронавирус (FCoV) кошек. Вирусный перитонит широко распространён в популяции домашних кошек и достаточно часто является причиной их смерти. Вирусный перитонит может протекать в острой (выпотной) или хронической (невыпотной) форме.
Для острой формы типично скопление выпота в грудной и/или брюшной полости, скопление выпота в полости перикарда встречается редко. При хронической форме наблюдаются пиогранулематозные некротические повреждения таких органов, как почки, печень, кишечник, лёгкие, глаза, кожа и центральная нервная система. Вирусный перитонит не передаётся другим животным. В данной публикации описан редкий клинический случай пиогранулематозного миокардита у кошки с клиническими признаками дисфункции сердца.
8-летний некастрированный самец домашней короткошёрстной кошки был направлен в отделение интенсивной терапии Учебного ветеринарного госпиталя Департамента ветеринарных наук Университета Пармы (Италия) из муниципального приюта для кошек в зимний период (январь 2023 года). У пациента были следующие симптомы: вялость, анорексия, гипотермия и гипогликемия. В ветеринарном учебном госпитале до проведения кардиологического обследования было выявлено повышение частоты сердечных сокращений при нормальных показателях артериального давления. Симптомы, данные анамнеза, результаты базового биохимического исследования крови, ультразвукового исследования и цитологические изменения соответствовали всем признакам для постановки диагноза на вирусный перитонит кошек. Вирусный перитонит также был подтверждён результатами молекулярного генетического анализа (ПЦР в режиме реального времени на РНК коронавируса кошек) жидкости из брюшной полости. Молекулярный генетический анализ возбудителя позволил типировать коронавирус кошек (FCoV) с единичной нуклеотидной мутацией S-гена: биотип M1058L. При вскрытии было обнаружено скопление жидкости в брюшной полости, грудной полости и полости перикарда. На поверхности и в паренхиме лёгких, печени, почек и сердца образовались белые паренхиматозные узелки диаметром около 1 мм. При гистопатологическом исследовании был выявлен типичный для вирусного перитонита пиогранулематозный васкулит, а иммуногистохимическое исследование подтвердило присутствие возбудителя вирусного перитонита. Наиболее значимой находкой при гистопатологическом исследовании был миокардит/некроз миокарда, вызванный присутствием коронавируса кошек с мутацией в S-гене (M1058L биотип). Это первый клинический случай миокардита у кошки, инфицированной коронавирусом кошек биотипа M1058L. Необходимы дальнейшие исследования для подтверждения того, что мутированный коронавирус кошек биотипа M1058L может быть редким, но возможным патогеном, вызывающим миокардит у кошек, инфицированных коронавирусом. Данные исследований, включавших несколько кошек с коронавирусом биотипа M1058L, позволяют нам установить некоторую связь между макроскопическими изменениями сердца, результатами гистопатологических исследований и иммунолокализацией коронавируса биотипа M1058L в миокарде. На основании этих исследований мы можем определить, есть ли тропизм коронавируса биотипа M1058L к кардиомиоцитам или же повреждения кардиомиоцитов вызваны сопутствующими причинами, такими как общее плохое состояние, стресс при транспортировке в холодное время года (как было в этом случае), или же все описанные выше причины повлияли вместе.

Ключевые слова: кошка, миокардит, FIP, FCoV мутация S-гена, биотип M1058L.

---

Введение

Коронавирус кошек (FCoV) — это повсеместно распространённый, часто не вызывающий симптомов возбудитель кишечных инфекций у домашних и диких кошачьих [1]. FCoV представлен двумя генотипами, FCoV тип I (FCoV–I) и FCoV тип II (FCoV–II), и каждый из двух генотипов имеет два биотипа: кишечный коронавирус кошек (FECV) и коронавирус инфекционного перитонита кошек (FIPV) [2; 3]. Оба биотипа демонстрируют характерное течение болезни и специфические патологические изменения. FECV поражает кишечник, обычно протекает бессимптомно или сопровождается слабой диареей.

FECV реплицируется в эпителиальном слое среднего и нижнего отдела тонкого кишечника и слепой кишки, затем распространяется по кровеносной и лимфатической системе в лимфоидную ткань (мезентериальные лимфатические узлы и нёбные миндалины) и в верхние дыхательные пути [4; 5; 6]. Внутри макрофагов FCoV может мутировать в FIPV [5; 7; 8; 9], после чего системная инфекция распространяется заражёнными моноцитами [5; 6]. FIPV-инфекция — это самая агрессивная и летальная форма коронавирусной инфекции кошек (FCoV), широко известная как вирусный перитонит кошек (FIP), она проявляется в двух классических клинико-патологических формах: влажной (выпотной) и сухой (невыпотной) [3; 10].

Исторически FIP был первой выявленной формой коронавирусной инфекции кошек (FCoV), впервые описанной в 1966 году как вирусный перитонит кошек [11]. Кишечный коронавирус кошек (FECV) был выявлен на 15 лет позже, в 1981 году [5; 12]. Котята и молодые кошки в возрасте до 1 года наиболее восприимчивы к коронавирусной инфекции (FCoV), у них вирусный перитонит является смертельным заболеванием [2].

Локализация коронавирусной инфекции FCoV/FIP была описана в клиническом случае Эрнандес и коллегами [13]. Важно отметить, что Йошида и коллеги [14] сообщали о случае развития фенотипа дилатационной кардиомиопатии у пациента с вирусным перитонитом кошек (FIP). Было выявлено образование рубцов на миокарде, но генетического определения вируса не проводилось.

Мутация вируса FIP затрагивает S-ген и меняет две аминокислоты в белковой цепи в положении 1058 метионин (М) на лейцин (L) или в положении 1060 серин (S) на аланин (А). Эти мутации S-гена в положениях 1058 и 1060 влияют на клеточный тропизм [5; 15; 16; 17; 18]. Присутствие вируса инфекционного перитонита (FIPV) биотипа M1058L в сердце было установлено методом ПЦР в реальном времени (RT-qPCR), при этом не было выявлено воспалительных изменений [19].

В этой работе были исследованы макроскопические и гистологические повреждения миокарда у кошки с вирусным перитонитом, инфицированной коронавирусом кошек (FCoV) с мутацией в S-гене M1058L. В предыдущих опубликованных работах Йошиды и соавт. [14] и Эрнандеса и соавт. [13] не говорилось о проведении генетического типирования коронавируса кошек (FCoV).

Разбор клинического случая

8-летний некастрированный самец домашней короткошёрстной кошки, весом 2 кг, был направлен в отделение интенсивной терапии Ветеринарного учебного госпиталя Университета Пармы (Италия) из муниципального приюта для кошек 25 января 2023 года с симптомами вялости, отказа от корма, гипотермией и гипогликемией. Кот был найден на улице в возрасте 2 месяцев, ему ежегодно планово проводили вакцинации, а также дегельминтизацию нанесением на холку раствора, содержащего фипронил/метопрен/эприномектин/празиквантел в концентрации, подходящей для мелких кошек и котят (Broadline™, Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, Germany). Кот всё время содержался с другими подобранными кошками. В анамнезе не было ничего примечательного, кроме редких эпизодов диареи.

Клинический осмотр в Ветеринарном учебном госпитале

При физикальном осмотре отмечены иктеричность слизистых оболочек и гипотермия (36°C). Частота сердечных сокращений составляла 220 уд/мин, систолическое артериальное давление — 120 мм рт. ст. (измерено с использованием ветеринарного монитора SunTech Vet30 (SunTech, Morrisville, NC, USA).

Анализы крови

В лаборатории Ветеринарного учебного госпиталя проведены общеклинический и базовый биохимический анализы крови (таблицы 1 и 2).

Таблица 1. Общеклинический анализ крови (ОАК) при поступлении

Показатель	Результат	Референсные значения
Эритроциты	7,43	5–10 × 106/мкл
Гемоглобин	9	8–14 г/дл
Гематокрит	26,3	24–45%
Средний объём эритроцита (MCV)	35,4	41,3–52,6
Среднее содержание гемоглобина в эритроците (MCHC)	34,2	30–36
Лейкоциты	28 300	5000–19 000/мм3
Нейтрофилы	24 340	2000–125 000/мкл
Лимфоциты	2480	1500–7000/мкл
Моноциты	1200	100–850/мкл
Эозинофилы	60	0–750/мкл
Базофилы	20	0/мкл
Тромбоциты	20	156–624 × 103/мкл

Была выявлена тяжёлая гипогликемия. Показатели КФК (креатинфосфокиназа) и ЛДГ (лактатдегидрогеназа) были в 15 раз выше нормы (таблица 2).

Другие отклонения от нормы в биохимическом анализе крови были связаны с повреждением печени: повышение уровня АСТ (аспарагинаминотрансфераза), АЛТ (аланинаминотрансфераза) и билирубина, с соотношением альбумин/билирубин 0,3 (таблица 2). В общем клиническом анализе крови (ОАК) выявлен нейтрофильный лейкоцитоз (таблица 1).

Таблица 2. Биохимический анализ крови при поступлении

Показатель	Результат	Референсные значения
Креатинфосфокиназа (КФК)	5437	91–326 ед./л
Лактатдегидрогеназа (ЛДГ)	1973	63–193 ед./л
Аспарагинаминотрансфераза (АСТ)	1226	14–41 ед./л
Аланинаминотрансфераза (АЛТ)	335	5–45 ед./л
Сывороточный амилоид Р	31	19–70 ед./л
Гамма-глутамил- трансфераза (ГГТ)	1	0–8 ед./л
Билирубин	3,49	0–0,7 мг/дл
Холестерин	144	64–229 мг/дл
Триглицериды	154	19–81 мг/дл
Креатинин	0,54	0,8–1,8 мг/дл
Мочевина	99	15–60 мг/дл
Глюкоза	41	75–160 мг/дл
Общий белок	7,66	6–8 г/дл
Альбумин	1,88	2,10–3,3 г/дл
Фосфор	7,92	2,9–8,3 мг/дл
Кальций	5,6	7,3–10,5 мг/дл
Натрий	129	141–156 мэкв/л
Калий	3,9	3,6–4,5 мэкв/л
Хлор	112	112–119 мэкв/л
Магний	3	1,8–2,5 мг/дл
Железо	95	50–118 мкг/дл

Ультразвуковое исследование и анализ выпота

При ультразвуковом исследовании были выявлены выпот в брюшную полость, разлитой перитонит, УЗ-признаки гепатопатии, спленопатии, нефропатии и лимфаденопатии мезентериальных лимфатических узлов.

Были взяты пробы выпота из брюшной полости для анализа на физические свойства, содержание белка и для цитологического исследования (таблица 3). Выпот из брюшной полости был прозрачный, вязкий/липкий, соломенно-жёлтого цвета, с общим содержанием белка 5,7 г/дл (глобулины 4,3 г/дл) и с соотношением альбумин/глобулин 0,3.

Таблица 3. Биохимический анализ выпота из брюшной полости при поступлении

Показатель	Результат
Общее количество ядросодержащих клеток	6420 кл/мм3
Билирубин	3,02 мг/дл
Креатинин	0,75 мг/мл
Триглицериды	59 мг/дл
Холестерин	96 мг/дл
Калий	3,8 мэкв/л
Белок общий	5,7 г/дл
Альбумин	1,4 г/дл
Альбумин/глобулин	0,3

Цитологическое исследование выявило недегенеративные нейтрофилы с вакуолизированной гипербазофильной цитоплазмой, макрофаги, реактивные мезотелиальные клетки и единичные эритроциты, разбросанные по зернистому белковому эозинофильному полю.

Проба выпота из брюшной полости была отобрана в пробирку с антикоагулянтом для молекулярного генетического тестирования (ПЦР в реальном времени) на коронавирус кошек (FCoV) и мутацию в S-гене в лаборатории IDEXX (таблица 4).

Таблица 4. Молекулярное генетическое исследование (ПЦР) и тест на мутацию S-белка (лаборатория IDEXX)

Исследование	Результат
Коронавирус кошек (ПЦР в реальном времени)	Положительно
Мутация M1058L, мононуклеотидная вариация (ПЦР в реальном времени)	Положительно
Мутация S1060A, мононуклеотидная вариация (ПЦР в реальном времени)	Отрицательно
Биотип	Вирус инфекционного перитонита кошек (FIPV)

ПЦР в реальном времени на РНК коронавируса кошек дала положительный результат, как и на мутацию М1058 L. Результат теста на мутацию S1060A в S-гене был отрицательным.

Терапия

Были введены болюс раствора глюкозы и болюс кристаллоидов из расчёта 5 мл/кг, далее продолжена инфузия с постоянной скоростью 2 мл/кг/час для коррекции тяжёлой гипогликемии и восстановления нормального статуса гидратации.

Эвтаназия, вскрытие, гистопатологические и иммуногистохимические исследования

В связи с ухудшением клинического состояния и неблагоприятным долгосрочным прогнозом кот был гуманно эвтаназирован в соответствии с рекомендациями Американской ассоциации ветеринарной медицины (AVMA) 2020 [20]. Было проведено посмертное вскрытие. При вскрытии вес сердца составил 21,1 г, были отобраны образцы органов и систем и зафиксированы в 10% буферном растворе формалина. Зафиксированные в формалине и залитые парафином срезы толщиной 4 мкм были приготовлены на предметных стёклах, покрытых полилизином для рутинного окрашивания (гематоксилин-эозин) для проведения гистологического исследования и иммуногистохимии. Препараты для иммуногистохимии были приготовлены в виде зафиксированных в формалине и залитых парафином срезов из миокарда, почек, лёгких, лимфатических узлов и печени.

Подготовленные срезы прошли депарафинизацию и высокотемпературную демаскировку антигена на водяной бане в течение 30 минут при температуре 100 °C и рН 9.0 (Dewax and HIER Buffer H, Lab Vision™, cat. TA-999-DHBH, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA). Срезы были отмыты фосфорно-солевым раствором и после нанесения пероксидазно-антипероксидазного комплекса маркировочной ручкой для иммуногистохимии (Daido Sangyo Co., Ltd., Tokyo, Japan) помещены в автостейнер (Lab Vision™ Autostainer 480S-2D, Thermo Fisher Scientific). Активность эндогенной пероксидазы была заблокирована выдержкой срезов в 3%-м растворе перекиси водорода (H₂O₂) в течение 10 минут. Предметные стёкла были отмыты и выдержаны в фосфорно-солевом буферном растворе, содержащем 10% нормальной лошадиной сыворотки, в течение 30 минут при комнатной температуре для того, чтобы избежать некорректного окрашивания фона, а затем выдержаны в течение 1 часа 30 минут при комнатной температуре с первичными антителами (FIPV, коронавирус кошек, клон FIPV3–70, код MCA2149, BioRad, Hercules, CA, USA). В дальнейшем срезы были отмыты фосфорно-солевым раствором и выдержаны с биотинилированными вторичными антителами (антитела лошади к иммуноглобулинам мыши, кошки, BA-2000, Vector Labs, Burlingame, CA, USA) и помечены с использованием иммунопероксидазной техники с авидин-биотиновым усилением (VECTASTAIN® Elite ABC-Peroxidase Kit Standard, cat. PK-6100, Vector Labs). Иммунную реакцию визуализировали с 3,3-диаминобензидиновым основанием (DAB, Peroxidase DAB Substrate Kit, cat. SK-4105, Vector Labs) (таблица 5). Срезы были докрашены гематоксилином Майера, дегидратированы в наборе спиртов с повышающейся концентрацией и накрыты покровными стёклами с гистологической средой. Соответствующие положительные (проба от FIP-положительной кошки с пиогранулематозным воспалением почки) и отрицательные (отсутствие реакции первичных антител) контрольные пробы были в каждом иммуногистохимическом анализе.

В ходе посмертного вскрытия был обнаружен густой вязкий серозно-фибринозный выпот в брюшной, грудной и перикардиальной полостях. Выпот был соломенно-жёлтого цвета с хлопьями из-за присутствия отложений фибрина. Множественные хорошо очерченные твёрдые белые узелки диаметром около 1 мм были обнаружены на поверхности и в паренхиме лёгких, печени и почек. Такие же узелки были на эпикарде и миокарде (илл. 1), а также на висцеральной брюшине и в стенке кишечника. Мезентериальные лимфатические узлы были увеличены и уплотнены.

Гистопатологическое исследование выявило пиогранулематозную инфильтрацию, затрагивающую несколько органов: почки, лёгкие, миокард, лимфатические узлы, печень и кишечник. Были обнаружены мультифокальные и сливающиеся области пиогранулематозного васкулита, сформированные из макрофагов, нейтрофилов и, реже, лимфоцитов, расположенные преимущественно в центре очагов литического некроза (илл. 2А). Полученные данные соответствовали всем признакам для постановки диагноза на вирусный перитонит кошек (FIP). Иммуногистохимия зафиксированных в формалине и парафине срезов миокарда, почек, лёгких, лимфатических узлов и печени выявила FCoV-позитивные клетки, морфологически соответствующие макрофагам с периферии очагов некроза (илл. 2 В, С).

Обсуждение

Коронавирусная (FCoV) инфекция кошек обычно протекает без симптомов или сопровождается лёгким энтеритом, не отвечающим на поддерживающую терапию [21; 22]. Если макрофаги кошки не могут распознать вирус, он реплицируется в их цитоплазме, и развивается вирусный перитонит (FIP) [21; 22]. Неблагоприятные факторы внешней среды, такие как содержание кошек в большом количестве дома или в приюте и использование одного туалета здоровыми и инфицированными коронавирусом (FCoV) кошками, повышают вероятность мутации коронавируса в вирус инфекционного перитонита (FIPV) [23]. Вирусный перитонит (FIP) — это иммуноопосредованное заболевание, которое является частой инфекционной причиной смерти у кошек [24; 25]. Процент кошек с коронавирусом, у которых развивается вирусный перитонит (FIP), составляет 5–12% [26; 27]. При вирусном перитоните коронавирусная инфекция вызывает пиогранулематозный васкулит и/или серозит [28], который может в некоторых случаях сопровождаться скоплением выпота с высоким содержанием белка. Вирусный перитонит, сопровождающийся скоплением выпота, преимущественно в брюшной полости, является наиболее распространённым типом вирусного перитонита [29]. Может развиваться ряд системных симптомов, таких как лихорадка, отсутствие аппетита, вялость, абдоминальная лимфаденопатия, симптомы со стороны глаз и/или неврологические симптомы [30; 31; 32; 33; 34; 35; 36].

Кот, описанный в этом исследовании, был направлен в Ветеринарный учебный госпиталь в зимний сезон с симптомами гипотермии. Выявленная гипотермия была классифицирована как вторичная гипертермия из-за гипогликемического статуса, тяжёлой дисфункции печени и сердечной недостаточности (шоковый пациент). Важную роль также сыграла холодная погода, которая оказала отрицательное влияние на терморегуляцию тела, благоприятствуя потере тепла у сильно ослабленного животного.

В некоторых случаях сложно подтвердить посмертно диагноз на вирусный перитонит. Золотым стандартом диагностики вирусного перитонита кошек является иммунологическое мечение FCoV антигена в макрофагах в образцах тканей с гранулематозными повреждениями, типичными для вирусного перитонита. Клинические проявления, описанные в этом клиническом случае, схожи с описанными в литературе.

Симптоматика, анамнез, результаты базового биохимического анализа крови, результаты ультразвукового исследования и цитологического исследования соответствовали диагнозу на вирусный перитонит, который был также подтверждён молекулярным генетическим анализом (ПЦР в реальном времени на РНК коронавируса кошек) пробы выпота из брюшной полости. Молекулярное генетическое исследование выявило коронавирус кошек (FCoV) с мононуклеотидной мутацией в S-гене, биотип M1058L.

Незначительные симптомы со стороны желудочно-кишечного тракта, наблюдаемые в приюте, и тяжесть клинических признаков, наблюдаемых в Ветеринарном учебном госпитале, характеризуют высокую скорость клинического ухудшения состояния здоровья кошки с коронавирусом/вирусным перитонитом и сопутствующей сердечной недостаточностью.

Оценка уровня сердечного тропонина и эхокардиография не были выполнены, так как в приоритете были другие диагностические методы, и бюджет муниципального приюта для кошек Пармы был ограничен.

Повреждение целостности мембран кардиомиоцитов может сопровождаться выбросом в межклеточное пространство и кровь в течение нескольких часов внутриклеточных компонентов, среди которых — биологически активные цитозольные ферменты, такие как креатинфосфокиназа (КФК) и лактатдегидрогеназа (ЛДГ).

Во время вскрытия была обнаружена пиогранулематозная инфильтрация, затрагивающая множество органов, включая миокард, а иммуногистохимия, проведённая с образцами миокарда, подтвердила присутствие FCoV-положительных макрофагов. Коронавирус в форме выпотного вирусного перитонита может быть связан у кошек с миокардитом [13]. Профессор A. Корради, который является соавтором этого клинического случая и публикации 2019 года [13], сообщает, что труп кошки, исследованный им в 2018 году, был доставлен в Отделение патологии департамента ветеринарных исследований Университета Пармы для вскрытия в январе 2018 года (персональные данные).

В результате мутации коронавируса (FCoV) может появиться вирус с другим потенциалом роста и тропизмом, отличным от наблюдаемого обычно в клетках хозяина (например, макрофагах), и кардиомиоциты могут стать восприимчивыми к вирусу клетками [37]. Такой тип мутации предполагался у вариантов SARS-CoV-2 (коронавирус острого тяжёлого респираторного синдрома — 2), которые содержат пептиды, идентичные сердечному протеину человека [38]. На основании этого FCoV с мутацией M1058L можно считать биотипом вируса, который может реплицироваться в кардиомиоцитах и быть патогенным для этих клеток. В работе Сангла тропизм к миокарду FCoV биотипа M1058L был выявлен в парафинированных образцах ткани сердца с использованием определяющей генотип ПЦР в реальном времени (RT-qPCR), в отсутствие признаков повреждения кардиомиоцитов [19].

На сегодняшний день данные о FCoV и SARS-CoV-2 показывают, что эти вирусы имеют некоторые общие эпидемиологические характеристики (например, быстрое распространение инфекции в популяции), но демонстрируют различное биологическое поведение, в том числе поражают разные клетки-мишени для репликации и имеют разные патогенетические модели [39].

Заключение

В исследовании Сангла [19] авторы сообщают о наличии FCoV/FIP биотипа M1058L в миокарде, подтверждённом геномной идентификацией, без каких-либо признаков воспаления/некроза кардиомиоцитов.

Мутации вирусов, наблюдаемые у FCoV и SARS-CoV-2, могут стать новым полем для исследований с целью выяснения, могут ли мутации влиять на тропизм вируса к клеткам миокарда. Дальнейшие исследования необходимы для уточнения, может ли FCoV M1058L биотип быть редким, но возможным патогеном, вызывающим миокардит у FCoV/FIP-положительных кошек.

Необходимо параллельное исследование, основанное на статистическом анализе FCoV/FIP M1058L-положительных случаев, выявлении корреляции с макроскопической посмертной оценкой сердца, результатами гистопатологических исследований и иммунолокализацией FCoV/FIP M1058L в миокарде для подтверждения тропизма FCoV/FIP M1058L к миокарду. По мнению Сангла с коллегами [19], необходимо определить, связаны ли повреждения миокарда с собственной вирулентностью FCoV/FIP M1058L, или существуют сопутствующие причины повреждений. Следует проанализировать, связаны ли возможные сопутствующие причины, вызывающие повреждение кардиомиоцитов, с вирусным перитонитом или нет, а также оценить, есть ли связь между вышеупомянутыми причинами. Сопутствующие причины могут быть связаны с плохим состоянием пациента или с неблагоприятными окружающими условиями, такими как холодная погода в зимний сезон.

Это второй описанный клинический случай миокардита у кошки, индуцированного FCoV/FIP, и первый с точки зрения подробного клинико-патологического описания миокардита у кошки с подтверждённым FCoV/FIP M1058L.

---

Вклад авторов. Концепция, написание и подготовка оригинальной статьи
A.C. (Attilio Corradi) и R.D.L. (Rosanna Di Lecce); написание — ревизия и редактура A.C., C.Q. (Cecilia Quintavalla) и L.F. (Luca Ferrari); клинические исследования C.Q.; гистопатология и иммуногистохимия — L.B. (Luca Bertola); посмертное вскрытие и гистопатология — C.G. (Chiara Guarnieri) и R.D.L.; визуальная диагностика — C.G., L.B., A.C., R.D.L. и L.F.; научное руководство — A.C. и R.D.L. Все авторы прочли и согласились с опубликованной версией рукописи.
Финансирование. Исследование проведено без внешнего финансирования.
Этическая экспертиза. Этическая экспертиза и разрешение не требовались в этом исследовании, так как оно не содержало эксперимента.
Информированное согласие. Не требуется.
Заключение о доступности данных. Все данные содержатся в статье.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

---

Литература

1. Felten, S.; Hartmann, K. Diagnosis of feline infectious peritonitis: A review of the current literature. Viruses 2019, 11, 1068.
2. Addie, D.D.; Belak, S.; Bourcraut-Baralon, C.; Egberink, H.; Frymus, T.; Gruffyd-Jones, T.; Hartman, K.; Hosie, M.J.; Lloret, A.; Lutz, H.; et al. Feline Infectious peritonitis. ABCD guidelines on prevention and management. J. Feline Med. Surg. 2009, 11, 594–604.
3. Decaro, N.; Mari, V.; Lanave, G.; Lorusso, E.; Lucente, M.S.; Desario, C.; Colaianni, M.L.; Elia, G.; Ferrigno, F.; Alfano, F.; et al. Mutation analysis of the spike protein in Italian feline infectious peritonitis virus and feline enteric coronavirus sequences Res. Vet. Sci. 2021, 135, 15–19.
4. Kipar, A.; Meli, M.I.; Baptiste, K.E.; Bowker, L.J.; Lutz, H. Sites of feline coronavirus persistence in healthy cats. J. Gen. Virol. 2010, 91, 1698–1707.
5. Gao, Y.Y.; Wang, Q.; Liang, X.Y.; Zhang, S.; Bao, D.; Zhao, H.; Li, S.B.; Wang, K.; Hu, G.X.; Gao, F. S. An updated review of feline coronavirus: Mind the two biotypes. Virus Res. 2023, 326, 199059.
6. Meli, M.; Kipar, A.; Muller, C.; Jenal, K.; Gonczi, E.; Borel, N.; Gunn-Moore, D.; Chalmers, S.; Lin, F.; Reinacher, M.; et al. High viral loads despite absence of clinical and pathological findings in cats infected with feline coronavirus (FCoV) type I and naturally FCoV infected cats J. Feline Med. Surg. 2004, 6, 69–81.
7. Dewerchin, H.L.; Cornelissen, E.; Nauwynck, H. J. Replication of feline coronavirus in peripheral blood monocytes Arch. Virol. 2005, 150, 2483–2500.
8. Pedersen, N.C.; Liu, H.; Dodd, K.A.; Pesavento, P. A. Significance of coronavirus mutants in feces and diseased tissues of cats suffering from feline infectious peritonitis. Viruses 2009, 1, 166–184.
9. Pedersen, N.C.; Liu, H.; Gandolfi, B.; Lyons, L. A. The influence of age and genetics on natural resistance to experimentally induced feline infectious peritonitis. Vet. Immunol. Immunopathol. 2014, 162, 33–40.
10. Brown, M.A.; Troyer, J.L.; Pecon-Slattery, J.; Roelke, M.E.; O’Brien, S. J. Genetics and pathogenesis of feline infectious peritonitis virus. Emerg. Infect. Dis. 2009, 15, 1445–1452.
11. Wolfe, L.G.; Grisemer, R. A. Feline infectious peritonitis. Pathol. Vet. 1966, 3, 255–270.
12. Pedersen, N.C.; Boyle, J.F.; Floyd, K.; Fudge, A.; Baker, J. An enteric coronavirus infection of cats and its relationship with feline infectious peritonitis. Am. J. Vet. Res. 1981, 42, 368–377.
13. Ernandes, M.A.; Cantoni, A.M.; Armando, F.; Corradi, A.; Ressel, L.; Tamborini, A. Feline coronavirus-associated myocarditis in domestic longhair cat. JFMS Open Rep. 2019, 5, 2055116919879256.
14. Yoshida, T.; Ichikawa, N.; Koike, M.; Hirokawa, T.; Sasaoka, K.; Machida, N.; Taguchi, M. Two feline cases of dilated cardiomyopathy-like disease caused by feline infectious peritonitis virus. J. Anim. Clin. Med. 2016, 25, 148–152.
15. Bank-Wolf, B.R.; Stalikamp, I.; Wiese, S.; Moritz, A.; Teske, G.; Thiel, H. J. Mutation of 3c and spike protein genes correlate with the occurrence of feline infectious peritonitis. Vet. Microbiol. 2014, 173, 117–188.
16. Jaimes, J.A.; Whittaker, G. R. Feline coronavirus: Insight into viral pathogenesis based on the spike protein structure and function. Virology 2018, 517, 108–121.
17. Ouyang, H.; Liu, J.; Yin, Y.; Cao, S.; Yan, R.; Ren, Y.; Zhou, D.; Li, Q.; Li, J.; Liao, X.; et al. Epidemiology and comparative analysis of the S gene on feline coronavirus in central China. Pathogens 2022, 11, 460–475.
18. Shirato, K.; Chang, H.W.; Rottier, P.J.M. Differential susceptibility of macrophages to serotype II feline coronaviruses correlates with differences in the viral spike protein. Virus Res. 2018, 255, 14–23.
19. Sangl, L.; Matiasek, K.; Felten, S.; Gründl, S.; Bergmann, M.; Balzer, H.J.; Pantchev, N.; Leutenegger, C.M.; Hartmann, K. Detection of feline coronavirus mutations in paraffin-embedded tissues in cats with feline infectious peritonitis and controls. J. Feline Med. Surg. 2019, 21, 133–142.
20. AVMA Panel on Euthanasia. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition; American Veterinary Medical Association: Schaumburg, IL, USA, 2020; ISBN 978–1–882691–09–8. Version 2020.0.1.
21. Tasker, S. Diagnosis of feline infectious peritonitis: Update on evidence supporting available tests. J. Feline Med. Surg. 2018, 20, 228–243.
22. Hartmann, K. Feline coronavirus and feline infectious peritonitis. In Textbook of Veterinary Internal Medicine, 8th ed.; Elsevier: St Louis, MO, USA, 2017; pp. 983–989.
23. Diaz, J.V.; Poma, R. Neurology diagnosis and clinical signs of feline infectious peritonitis in the central nervous system. Can. Vet. J. 2019, 50, 1091–1093.
24. Cave, T.A.; Thompson, H.; Reid, S.W.; Hodgson, D.R.; Addie, D. D. Kitten mortality in the United Kingdom: A retrospective analysis of 274 histopathological examinations (1986 to 2000). Vet. Rec. 2002, 151, 497–501.
25. Rohrbach, B.W.; Legendre, A.M.; Baldwin, C.A.; Lein, D.H.; Reed, W.M.; Wilson, R. B. Epidemiology of feline infectious peritonitis among cats examined at veterinary medical teaching hospitals. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2001, 218, 1111–1115.
26. Pedersen, N.C. A review of feline infectious peritonitis virus infection: 1963–2008. J. Feline Med. Surg. 2009, 11, 225–258.
27. Hartmann, K. Feline infectious peritonitis — new developments in pathogenesis, diagnosis, and management. Thai J. Vet. Med. Suppl. 2017, 47, S. 97–100.
28. Stranieri, A.; Scavone, D.; Paltrinieri, S.; Giordano, A.; Bonsembiante, S.; Ferro, S.; Gelan, M.E.; Meazzi, S.; Lauzi, S. Concordance between histology, immunohistochemistry, and RT-PCR in the diagnosis of feline infectious peritonitis. Pathogens 2020, 9, 852–866.
29. Baek, S.Y.; Jo, J.G.; Song, K.H.; Seo, K. W. Recurrent pericardial effusion with feline infectious peritonitis in a cat. J. Vet. Clin. 2017, 34, 437–440.
30. Yin, Y.; Li, T.; Wang, C.; Xiaoya, L.; Ouyang, H.; Ji, W.; Jiahao, L.; Xueyu, L.; Junyi, L.; Changmin, H. A retrospective study of clinical and laboratory features and treatment on cats highly suspected of feline infectious peritonitis in Wuhan, China. Sci. Rep. 2021, 11, 5208–5217.
31. Sweet, A.N.; Andre, N.M.; Stout, A.E.; Licitra, B.N.; Whittaker, G. R. Clinical and molecular relationships between COVID-19 and feline infectious peritonitis (FIP). Viruses 2022, 14, 481–504.
32. Riemer, F.; Kuehner, K.A.; Ritz, S.; Sauter-Louis, C.; Hartmann, K. Clinical and laboratory features of cats with feline infectious peritonitis — A retrospective study of 231 confirmed cases (2000–2010). J. Feline Med. Surg. 2016, 18, 348–356.
33. Lewis, K.M.; O’Brien, R. T. Abdominal ultrasonographic findings associated with feline infectious peritonitis: A retrospective review of 16 cases. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 2010, 46, 152–160.
34. Dunbar, D.; Kwok, W.; Graham, E.; Armitage, A.; Irvine, R.; Johnston, P.; McDonald, M.; Montgomery, D.; Nicolson, L.; Robertson, E.; et al. Diagnosis of non-effusive feline infectious peritonitis by reverse transcriptase quantitative PCR from mesenteric lymph node fine-needle aspirates. J. Feline. Med. Surg. 2019, 21, 910–921.
35. Ziolkowska, N.; Pazdzior-Czapula, K.; Lewczuk, B.; Mikulska-Skupien, E.; Przybylska-Gornowicz, B.; Kwiecinska, K.; Ziolkowski, H. Feline infectious peritonitis: Immunohistochemical features of ocular inflammation and the distribution of viral antigens in structures of the eye. Vet. Pathol. 2017, 54, 933–944.
36. Kline, K.L.; Joseph, R.J.; Averdill, D. R. Feline infectious peritonitis with neurologic involvement: Clinical and pathological findings in 24 cats. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 1994, 30, 111–118.
37. Olarte-Castillo, X.A.; Licitra, B.N.; Abdré, N.M.; Sierra, M.A.; Mason, C.E.; Goodman, L.B.; Whittaker, G. R. Intra-host variation in the spike S1/S2 region of feline coronavirus type-1 in a cat with persistent infection. bioRxiv 2023, preprint.
38. Anand, P.; Lenehan, P.J.; Nielsen, M.; Yoo, U.; Patwardhan, D.; Montorzi, M.; Venkatakrishnan, A.J.; Soundararajan, V. Genetic alteration of human MYH6 is mimicked by SARS-CoV2 polyprotein: Mapping viral variants of cardiac interest. Cell Death Discov. 2022, 8, 124–231.
39. Paltrinieri, S.; Giordano, A.; Stranieri, A.; Lauzi, S. Feline infectious peritonitis (FIP) and coronavirus disease 19 (COVID-19): Are they similar? Transbound. Emerg. Dis. 2021, 68, 1786–1799.

---

Источник: Animals 2024, 14, 1673. © 2024 by the authors. Licensee MDPI, Basel, Switzerland. This article is an open access article distributed under the terms and conditions of the Creative Commons Attribution (CC BY) license (https://creativecommons.org/licenses/by/4.0/).

---

СВМ № 5/2025